Energía y vida – Page 2

VIII. FOTOSÍNTESIS EN BACTERIAS PÚRPURA

Las bacterias púrpura son un grupo de bacterias Gram negativas pertenecientes al órden Chromatiales, clase Gammaproteobacterias, presentes en cuerpos de agua anóxicos con alta iluminación.

Dada la importancia ecológica del grupo (particularmente como agente purificador de aguas residuales), su bioquímica ha sido ampliamente estudiada. La comprensión de su función fotosintética es de gran ayuda para abordar la dinámica de maquinarias más complejas, particularmente las correspondientes a cyanobacterias, algas y plantas superiores.

La fotosíntesis como proceso universal comprende dos fases:

REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ: Conformada por un conjunto de etapas secuenciales a lo largo de varios complejos proteínicos transmembrana, que van desde la captura de energía lumínica hasta la síntesis de ATP, ver Fig.1.

Fig.1. Etapas de las reacciones dependientes de la luz en la fotosíntesis.

REACCIONES NO DEPENDIENTES DE LUZ: Corresponde a la biosíntesis parti4ndo de agua y CO₂, utilizando ATP como fuente e energía. Esta fase se realiza en el citoplasma mediante diversas rutas metabólicas reductoras, incluyendo el ciclo de Calvin-Benson.

REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ

En bacterias púrpura, las reacciones fotosintéticas dependientes de la luz ocurren en organelos especializados de la membrana interna celular, denominadas cromatóforos, ver Fig 2.

Fig 2. Cromatóforo en Rhodobacter sphaeroides. Fuente: Sener MK et al, 2007. Atomic level structure and function of an entire biological membrane: the photosynthetic unit of Rhodobacter sphaeroides. Proc Natl Acad Sci USA 104

Los cromatóforos surgen de invaginaciónes de la membrana citoplasmática interna. Cada invaginación genera un volumen interno periplasmático confinado, limitado hacia el exterior por la membrana externa, ver Fig.3. El reducido volumen de periplasma al interior del cromatóforo optimiza la generación de un gradiene de carga positiva, PMF, esencial para la síntesis de ATP. Estrategias de confinamiento equivalentes se presentan en los Tilacoides de los cloroplastos y en las crestas mitocondriales en el proceso de fosforilación oxidativa.

Fig 3. Estructura de un cromatóforo

Las reacciones dependientes de la luz comprenden las siguientes etapas:

CAPTURA DE LUZ
EXITACIÓN DEL PAR ESPECIAL DE CLOROFILAS PRESENTES EN EL CENTRO DE REACCIÓN RC TIPO II (P870)
FLUJO DE ELECTRONES (Electron Transport Chain, ETC) a lo largo de una sucesión de reacciones de oxidoreducción a partir de la exitación y oxidación del par especial de clorofilas.
FUERZA PROTOMOTRIZ PMF (generación de un potencial protónico)
SÍNTESIS DE ATP (a partir de PMF como energía generatriz).

La Fig.4. resume el modelo de manera general el proceso fotosintético en este grupo bacteriano, LA fIG.5 expone la maquinaria en detalle.

Fig 4. Diagrama de flujo reacciones fotosintéticas depenientes de la luz en bacterias púrpura

Fig 5. Bacterias púrpura: Aparato fotosintético

REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ

CAPTURA DE LUZ (LIGHT HARVESTING)

En bacterias púrpura, la energía lumínica exita pigmentos fotosintéticos, carotenos y clorofilas, geométricamente distribuídos al interior de dos tipos de complejos proteicos transmembrana denominados complejos antena LHII y LHI, ver Fig 6.

Fig 6. Vista superior de los complejos antena de Bacterias Púrpura. LHII (izquierda) contiene 9 carotenos (café) en empalizada , 9 Bchla´s paralelas y 18 Bchl´s perpendiculares a la membrana plasmática. LHI dimérico en forma de “S” contiene 36X2 clorofilas dispuestas perpendicularmente a la membrana plasmática. Círculos en azul claro representan las proteinas transmembrana correspondientes a cada monomero.

Mediante resonancia no radiativa (Resonancia de Förster) y coherencia cuántica, la energía capturada en LHII es transferida a LHI, para finalmente ser transladada a un par especial de bacterioclorofilas, denominadas Special Pair, localizadas en el Centro de Reacción, RC, ver Fig 7.

Fig 7. Flujo de energía desde los Complejos Antena LH hasta en centro de reacción RC.

La transferencia radiativa implica una disminución gradual de la energía en el tránsito desde LHII hasta LHI.

2. EXITACIÓN DEL PAR ESPECIAL DE CLOROFILAS

El par especial P870 en RC exitado por un valor de energía superior al valor de exitación de su donor en LHI (B875)., ver Fig. 8, lo cual se debe probablemente al efecto combinado de coherencia y superradiancia cuánticas.

Fig 8. Energías y rutas de exitación en los Complejos Antena LH hasta en centro de reacción RC. Transcrito de Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95 (1998)

3. FLUJO DE ELECTRONES ETC

El flujo de energía lumínica, indicado con flechas en rojo en la Fig 8., tiene lugar vía LHII -> LHI -> P870 en RC, mientras que la cadena de transporte de electrones ETC, flechas en verde, ocurre desde el par especial hasta PQ _b en el centro de reacción RC. Ver Fig.9.

Fig 9. Flujo de energía en los complejos antena de Bacterias Púrpura. Se incluye la transferencia de LHI a RC, y la cadena de transporte en RC, tema amplado más adelante. Las subunidades LHI_a y LHI_b en la imagen corresponden a un único complejo LHI en “S” , ver también Fig 3., rodeando el centro de reacción RC . Note que el complejo proteico de RC está formado por un dímeero con subunidades L, M.

NIVELES DE ENERGÍA

Los pigmentos fortosintéticos presentan, dependiendo de la energía incidente, dos niveles de exitación: 1° y 2° estados en singlete, ver Fig 10.

Fig 10. Niveles de energía en la molécula de clorofila. Dependiendo de la luz incidente, el estado de exitación puede ser 2° singlete (banda azul), o 1° singlete (banda roja). Fuente : Biochemistry & Molecular Biology of Plants.2015, John Willey & Sons.

Electrones en 2° singlete se relajan rápidamente de manera expontánea a 1° singlete por conversión interna (IC) y liberación de calor, mientras que los de 1° singlete (en el caso del par especial de clorofilas) pueden tener dos destinos:

Retorno a GND por fluorescencia
Liberación desde el par especial vía REDOX (reducción de BPha como primer aceptor de electrones) , iniciandose con este evento la cadena de transporte de electrones ETC. La ruta tomada dependerá de los requerimientos fisiológicos de ATP. Alta demanda favorecerá ETC, caso contrario la molécula retornará a GND.

Ante demanda de ATP, el electrón cedido por el par especial inicia una serie de reacciones REDOX en cadena, ver Fig 10.

P865 –> BPh_a –> Q_A –> Q_B.

Cofatores adicionales, BChl_a y Fe²⁺ , indicados en la figura 11., no participan directamente en la cadena de transporte, su función es estabilizar la carga local para facilitar la unidireccionalidad de la cadena de reacciones.

Fig 11. Cadena de transporte de electrones en RC. A. Pigmentos y moléculas involucradas en el transporte. B. Niveles de energía correspondientes a cada etapa.

El aceptor final en RC, Q _b , requiere dos electrones para reducirse completamente, ver Fig 12., de modo que el par especial debe ceder secuencialmente dos electrones , lo que implica captura de dos fotones por parte de los complejos antena y consecuentemente utilización de los dos electrones que proceden del citocromo C en una ruta cíclica.

Fig 12. Reducción de Ubiquinona a Ubiquinol, pasando por Ubiquinol semireducido.

La plastoquinona completamente reducida migra al pool de quinonas y mediante la adquisición de 2 cationes H⁺ procedentes del citoplasma se convierte rapidamente en Plastoquinol . El confinamiento de plastoquinonas y plastoquinol al interior de la membrana citoplasmática interna es posible gracias a su alta hidrofobicidad molecular, de manera que los fosfatos de la bicapa fosfolipídica actuan como barrera de retención manteniendo las quinonas y quinoles en el pool a disposición del citocromo Bc1.

4. FUERZA PROTOMOTRIZ PMF

Ubiquinol se convierte entonces en el portador de energía a ser utilizado por el citocromo bc₁ para la generación del gradiente protónico requerido para la síntesis posterior de ATP.

El complejo citocromo bc₁ , al igual que b6f en cianobaterias y en mitocondrias de células eucariotas, se caracteriza por contener moléculas Heme como cofactores responsables del transporte de electrones.

En bc1, tres Heme participan en el transporte de electrones, dos en Cyt b y una en Cyt c1; lo que contrasta con el centro de reacción RC, donde los cofactores responsables del transporte corresponden a clorofilas, phaeophytinas y quinonas.

En Heme, un átomo de Hierro Fe²⁺ es quelatado de manera similar a la quelatación de magnesio Mg²⁺ en las clorofilas y bacterioclorofilas, ver Fig 13.

Fig 13. Esquema comparativo de las moléculas de Bacterioclorofila a y Heme.

Mientras que en RC los electrones cedidos por el par especial de clorofilas corresponden a electrones π de la cadena resonante de enlaces conjugados, en heme los electrones provienen del ión ferroso Fe²⁺ al pasar a estado férrico Fe³⁺.

Heme y clorofila comparten una misma ruta de síntesis metabólica, partiendo del ácido δ-aminolevulínico (ALA) hasta el subproducto protoporfirina IX. De ahí en adelante los agentes quelatantes y demás diferenciadores definen el producto final.

El Ubiquinol (QH₂) exportado desde el centro de reacción al pool de quinonas es redireccionado al sitio Q_p del CytB, ver Fig 14, donde es totalmente oxidado.

Fig 14. Cytochrome BC₁. Función y diagrama general

Un primer electrón es capturado por el cofactor Fe₂S₂ del complejo Rieske, ver Fig 15., de allí pasa al citocromo C1 y luego al Cyt C2 soluble que lo lleva de nuevo al centro de reacción RC para reducir el par especial de clorofilas, pudiendo reiniciarse así un nuevo ciclo de transporte de electrones.

Fig 15. Complejo Rieske. Uno de los dos hierros es coordinado por dos residuos His definiendo su alto potencial Redox.

El segundo electron sigue una ruta diferente: Heme B_l (bajo potencial) -> Heme B_H (alto potencial) -> quinona Q (localizada en un segundo sitio de CitB: Q_n) reduciendola parcialmente (Q -> Q^–) , de manera que la reducción completa de Q implica la reducción de dos ubiquinoles.

La figura 16 ilustra los potenciales Redox en bacterias púrpura y bacterias verdes del azufre (para fines comparativos) a lo largo de la cadena de transporte de electrones, incluyendo las etapas que tienen lugar en RC y las etapas en Cyt bc1. Note que en bacterias púrpura la reducción de NAD⁺ de manera directa por la vía de fotosíntesis, por su alto valor de potencial.

Como se puede observar, de manera global los potenciales Redox de bacterias púrpura son menores comparados con los potenciales de bacterias verdes del azufre.

Esto define para el sistema de bacterias púrpura un poder oxidante fuerte, reductor débil, mientras que GSB se define un poder oidante débil, reductor fuerte.

la importancia de esta diferencia en poder oxidoreductor entre uno y otro grupo biológico se entenderá más adelante, al abordar las cyanobacterias, un grupo biológico que por endosimbiosis bioquímica (término personal propuesto en estas lecturas) integró los dos fotosistemas en una sola maquinaria fuertemente oxidante, fuertemente reductora, capaz de oxidar H2O y capaz de reducir NAD⁺ de manera autónoma, lo que en su momento evolutivo defino un nuevo curso para la vida en el planeta.

Figura 16. Potenciales redox en bacterias purpura y verdes del azufre

5. SÍNTESIS DE ATP

Como resultado de la oxidación del Ubiquinol, dos hidrogeniones H⁺ son exportados al periplasma contribuyendo a generar el gradiente PMF requerido para la síntesis de ATP.

El citocromo BC1 actua entonces como una bomba de protones, desde el citoplasma al periplasma, y el PMF generado actúa como habilitante de la ATP Synthase, último complejo de la cadena de reacciónes dependientes de la luz.

El diferencial de iones H⁺ entre periplasma y citoplasma, PFM, es utilizado por ATP synthase para la síntesis de ATP.

Si el Citocromo BC1 es una bomba de protones, ATP synthase es una verdadera ensambladora rotativa de tres tiempos, admisión, compresión y expulsión, con un rotor dotado de tres sitios activos separados 120° entre sí. La rotación es habilitada gracias al flujo de protones procendentes de PMF a travez de la ATP Synthase.

El primer sitio activo, o sitio de admisión, recibe ADP y radicales fosfato. El sitio de compresión inserta mediante ataque nucleofílico el fosfato en la molécula de ADP para generar ATP, y finalmente en el sitio de expulsión el ATP se libera al citoplasma quedando a disposición de los procesos bioquímicos celulares, y en particular a las cadenas fotosintéticas no dependientes de la luz, que en el caso de las bacterias púrpura, corresponden al ciclo de Calvin-Benson.

Esta enzima no es exclusiva de las bacterias púrpura, y está presente prácticamente en todos los organismos vivientes, desde arqueas hasta plantas superiores y animales, y siempre su función es la síntesis de ATP, utilizando el gradiente electroquímico de protones H⁺ , aunque en algunos casos también utiliza el gradiente de iones Na⁺ (Fuerza Sodio-motriz) , y raramente K⁺.

SÍNTESIS DE NADH

Como se ilustró en la Fig.16., el centro de reacción P870 característico de bacterias púrpura NO es lo suficientemente reductor para reducir directamente NAD⁺, de modo que se debe contar con una maquinaria adicional para producir:

NADH (a través de electrones provenientes de donores orgáanicos (Succinato, principalmente, a travez del complejo II SDH (Succinato Deshidrogenasa) de la maquinaria respiratoria.

NADPH (a través de transhidrogenasas)

ferredoxina reducida (si se requiere)

Para la síntesis de NADH, dado el bajo poder reductor de la maquinaria fotosintética y alto potencial Redox del par NAD⁺/NADH, se debe habilitar el complejo II (Complejo SDH) de la máquinaria respiratoria (Succinato deshidrogenasa), permitiendo que succinato (o lactato) reduzcan quinonas a ser redireccionadas no hacia bc1 sino hacia el complejo I de la cadena respiratoria. Utilizando ATP-asa (ATP-Sinthase inversa) se incrementa el gradiente protónico en el espacio periplasmático lo que genera un flujo protónico inverso que a su vez permite que los electrones fluyan “Up Stream” en la cadena de ferrodoxinas hasta finalmente reducir NAD+. Ver Fig.17. Este proceso ocurre en obscuridad, de manera que el aparato fotosintético (módulos en gris en la figura) permanecen inactivos. Con propositos comparativos se anexa como Fig.18 el complejo fotosintético previamente presentado en la Fig 4. Vale la pena resaltar la función de “Switch” o conmutador de energia de l complejo II, el cual no solo alimenta alternativamente el Complejo I en la síntesis de NADH o el pool de quinonas en el proceso fotosintético sino que también invierte el flujo protónico, convirtiendo ATP-Synthase en ATP-Asa, forzando a un flujo protónico de citoplasma a pariplasma, y tambien invirtiendo este flujo en el complejo I, lo que finalmente lleva a sintetizar (y no consumir) NADH.

Figura 17. Diagrama de flujo síntesis de NADH en bacterias púrpura fotosintéticas.

Figura 18. Diagrama de flujo reacciones fotosintéticas depenientes de la luz en bacterias púrpura

REACCIONES NO DEPENDIENTES DE LA LUZ

En bacterias púrpura, al igual que en cyanobacterias y plantas superiores, el ciclo de Calvin-Benson es el receptor de facto del ATP producido en la fotosíntesis. Este ciclo forma parte integral de la maquinaria fotosintética, y corresponde a lo que se denomina reacciones no dependientes de la luz.

El ciclo de Calvin-Benson merece una lectura aparte, luego no se detalla en el presente blog.

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VII. SOBRE VIOLINES Y CLOROFILAS

Una molécula de clorofila es el más pequeño y preciso “violín” diseñado por la naturaleza.

Su función resonante es equivalente a la de un instrumento musical de cuatro cuerdas, incluyendo en su estructura una “caja de resonancia”, cuatro “cuerdas vibrantes” y un conjunto variado de “clavijas de afinación”.

3,500 millones de años en investigación y desarrollo (R&D) en nanotecnología dieron como resultado la pieza molecular resonante más eficiente y de mayor trascendencia para la vida en el planeta.

La Clorofila posee una estructura tetrapirrólica derivada de la Clorina (Porfirina parcialmente reducida), ver Fig 1., caracterizada por contener una larga cadena de enlaces conjugados (18 o más enlaces 𝞼, 𝝿) , que les otorgan a la molécula sus propiedades resonantes y sus particulares espectros de absorción lumínica.

Fig 1. Estructura tetrapirrólica de la Clorina

En el caso de Bchl a, con dos anillos parcialmente reducidos, los enlaces conjugados (18 enlaces alternos 𝞼, 𝝿), ver Fig. 2, generan en la molécula unas frecuencias de exitación LUMO – HOMO particularmente bajas, correspondientes al espectro visible o incluso en el infrarojo cercano. La deslocalización electrónica es responsable de sus propiedades resonantes, convirtiendo al anillo en una verdadera “caja de resonancia molecular”, siendo las frecuencias de exitación electrónica inversamente proporcionales a la longitud de las cadenas conjugadas.

Fig 2. Bacterioclorofila a : Estructura molecular

En adición al macrociclo tetrapirrólico, clorofilas y bacterioclorofilas contienen dentro de sus estructura:

Un ión Mg²⁺ , coordinado en el centro de la molécula por los nitrógenos pirrólicos, el cual estabiliza la molécula, manteniendo la estructura planar característica de estos compuestos semi-aromáticos. Desde el punto de vista funcional, Mg²⁺ contribuye a los valores de exitación molecular.
Un quinto anillo (Ciclopentano), ubicado entre los pirroles III y IV (anillo V), limita la función planar del ión Mg²⁺ , otorgándole a la molécula una cierta curvatura. Adicionalmente, contribuye a los valores finales de los coeficientes orbitales moleculares, en consecuencia a la distribución electrónica molecular.
Radicales funcionales, que contribuyen a la hidrofobicidad molecular (CH₃), al desplazamiento de absorción lumínica por electronegatividad (-CHO y -COOH) y a los valores finales de conjugación y absorción (–CH=CH₂).
Una cadena de fitol (alcohol diterpénico esterificado en el pirrol IV) hidrofóbico, el cual ancla la clorofila a la membrana, incrementa la solubilidad molecular en ambientes lipídicos, orienta la molécula adecuadamente para favorecer la absorción lumínica. En complejos antena contribuye al posicionamiento intermolecular para garantizar la transferencia energética vía Resonancia de Förster.

En resumen, los espectros de absorción en clorofilas dependen de la acción conjunta de la estructura conjugada del anillo tetrapirrólico, del magnesio coordinado, del ciclopentano, de los radicales asociados, e incluso del entorno electromagnético circundante , dando como resultado una “afinación” final del espectro de absorción (exitación energética) característica para cada tipo de molécula. Estos elementos, pero en particular los radicales, se convierten en las “clavijas de afinación” de este maravilloso instrumento de cuerdas, definiendo lo que musicalmente podría equivaler a una afinación bién temperada, ajustada en cada caso a la oferta energética particular presente en cada entorno ecológico, lo que contribuye de manera muy significativa a la diversidad de las especies fotosintéticas y de la vida en el plateta.

LAS CUERDAS VIBRANTES

En 1961, Martin Gouterman propuso un modelo que explicó adecuadamente el espectro de absorción de las porfirinas, basado en la existencia de cuatro orbitales moleculares.

De acuerdo al modelo, las bandas de absorción lumínica dependen de las trancisiones electrónicas entre dos orbitales HOMO y dos LUMO, ver fig 3., donde las energías de transición LUMO-HOMO son afectadas por Mg²⁺ y los radicales funcionales electronegativamente cargados, especialmente -CHO y -COOH.

Fig 3. Modelo de cuatro orbitales moleculares de Gouterman

Las cuatro configuraciones moleculares corresponden a los cuatro orbitales de Gouterman, los círculos azules y rojos representan los coeficientes orbitales atómicos, calculados a partir de la función de Schrödinger, de tamaño proporcional a su aporte a los valores finales de loscoeficientes de los orbitales moleculares, y el color de los círculos asu fase , 0° o 180°.

Las transiciones HOMO -> LUMO pueden ser directas, bandas Q en el espectro de absorción, ver Fig 3., o cruzadas, banda de SORET, en el azul o UV cercano.

De manera que los cuatro orbitales de Gouterman vienen a ser los equivalentes de las cuerdas vibrantes de nuestro pequeño instrumento musical.

Se debe aclarar que los orbitales LUMO son orbitales degenerados, con idéntico nivel energético, lo que conduce a una sola banda B.

LA LUZ HECHA MÚSICA

Las frecuencias correspondientes a las longitudes de onda indicadas en el espectro de absorción de la Fig 3. pueden calcularse a partir de la relación:

F = C/𝝺

Donde C es la velocidad de la luz y lambda (𝝺) la longitud de onda.

Con propósitos púramente comparativos, y sin pretender con esto unificar bajo un mismo fenómeno físico ondas electromagnéticas y ondas sonoras, es posible determinar las notas y octavas en las cuales se ubicarían los picos de absorción de la bacterioclorofila a (Bchl a), si dichas frecuencias correspondieran a ondas de sonido.

Fig 3. Notas musicales y octavas correspondientes a los picos de frecuencias de absorción de Bchl a .

Octavas 40, 41 y 42 !!!

Se requería un piano con un teclado de algo mas de siete metros de longitud para obtener dichas notas !!!

Este conjunto particular de notas (B, C#, D# y F#) no corresponde a ningún acorde clásico, ni mayor ni menor, si bién pertenecen a la escala de C# mayor, de manera que podrían utilizarse en la composición de piezas musicales en dicho tono, o construir un acorde suspendido para música moderna o Jazz, aunque sería un jazz imposible de escuchar con nuestro oído, dada su altísima frecuencia. Debemos conformarnos con escucharlas con nuestros ojos.

Como ondas electromagnéticas, las frecuencias de la octava 42 corresponden al violeta cercano y azul, mientras que las frecuencias de la octava 40 se ubican en el rojo.

CONCIERTO PARA DOS VIOLINES

Finalmente, aunque el tema merece un blog aparte, el fenómeno de la fotosíntesis implica no solo una transición electrónica de HOMO a LUMO en una molécula de clorofila, sino una liberación del electrón exitado para iniciar la cadena de transporte de electrones, ETC, elemento fundamental del proceso fotosintético.

Esta transición solo es viable en emparejamientos planares especiales de dos moléculas de clorofila que vienen a conformar una única unidad funcional, denominada “Special Pair”, ver Fig 4, la cual se ubica en el Centro de Reacción del aparato fotosintético.

La reducida distancia interplanar permite que se compartan los electrones 𝝿 de los enlaces conjugados de las dos moléculas, lo que modifica sensiblemente la respuesta exitatoria al punto de poderse liberar un electrón a partir de frecuencias exitatorias tan bajas como la banda Q , o incluso, en algunas bacterias del fondo oceánico, en bandas correspondientes al IR cercano.

Fig 4. CHl_a. Par especial.

Gracias a este “Concierto para dos violines”, la luz se hace materia.

La mejor analogía que encuentro para este maravillos fenómeno lo resumo en la siguiente imagen de Miguel Angel, con la cual concluyo el presente blog.

Orlando Rodríguez

M. Sc

V. ERWIN SCHRÖDINGER Y LA REALIDAD PROBABLE

El universo de las partículas subatómicas es un universo discreto, cuántico; es un universo de probabilidades, de incertidumbres, un universo de leyes que definitivamente no encajan en nuestra ilusión de un universo mecanicista, determinístico y continuo.

Esta nueva realidad incomodó a físicos de la talla de Albert Einstein. Es famosa su frase: “Dios no juega a los dados”, críticando la interpretación probabilística de la mecánica cuántica, especialmente al enfoque de la Escuela de Copenhague, representada por físicos de la talla de Niels Bohr y Werner Heisenberg. Pero también es famosa la respuesta de Bohr: “Einstein, deje de decirle a Dios lo que debe hacer”.

El velo que cubría la nueva física lo levantó accidentalmente Max Planck en 1900, durante su investigación de la radiación que emitía un cuerpo negro al calentarse, un fenómeno que no podía explicarse con la física clásica.

Durante su investigación, y para lograr que su modelo coincidiera con los resultados experimentales, partió de una premisa revolucionaria para la época: La energía no se intercambia de forma continua, la energía viene en “cuantos” o paquetes discretos, la energía de un oscilador atómico está cuantizada, y es proporcional a su frecuencia:

E=h⋅f

En esta ecuación h corresponde a una nueva constante, la “Constante de Planck.

El descubrimiento de dicha constante y la aplicación de los principios que llevaron a su determinación abrió una caja de pandora para la ciencia. En 1905 Albert Einstein pudo explicar el efecto fotoeléctrico a partir de dichas premisas, en 1925 le permitió a Erwin Schrödinger formular su famosa función de onda Ψ , y en 1926 condujo a que Max Born propusiera que |Ψ|² no representaba una densidad de energía (como pensaba Schrödinger), sino la “densidad de probabilidad” de encontrar una partícula en un punto en un momento determinado.

Entender los fundamentos de la mecánica cuántica ha sido de vital importancia para poder describir adecuadamente los procesos que operan al interior de la maquinaria fotosintética. Abordar esta nueva física es entonces un “debe” para quien desee profundizar realmente en el tema.

El desarrollo matemático que encabeza este blog es una invitación a abordar esta nueva física. M intención al escribir este blog es presentar de una manera sencilla el desarrollo de la función, resaltando en colores los aportes que para llegar a la misma tuvieron la relatividad especial, la mecánica cuántica y la física clasica.

Orlando Rodríguez

3 de julio , 2025

LECTURA ABSOLUTAMENTE RECOMENDADA:

David Derbes. A Student´s Guide to the Schrödinger Equation

IV . FOTOSÍNTESIS EN BACTERIAS PÚRPURA: CAPTURA DE ENERGÍA

Fig. 1. Diagrama general del supercomplejo fotosintético en bacterias púrpura

Las bacterias púrpura fotosintéticas son un grupo de Proteobacterias fotosintetizadoras anaerobias, las cuales utilizan como donadores de electrones succinatos, lactatos y eventualmente H2 o H2S a bajas concentraciones. Su aparato fotosintético, al igual que en los demás grupos biológicos, se encuentra embebido en invaginaciones de la membrana interna celular, las cuales generan un volumen confinado de periplasma donde se genera un gradiente de iones H+ requerido para la síntesis posterior de ATP.

El aparato fotosintético comprende un conjunto de proteinas transmembrana con funciones fínamente acopladas, e incluye complejos antena (LHII y LHI) destinados a la captura de energía lumínica y transporte de la misma al centro de reacción RC; el centro de reacción RC propiamente dicho, destinado a recibir y transferir la energía desde pigmentos fotosintéticos especiales hasta quinonas aceptoras a lo largo de una cadena de transporte de electrones, (Electron Transport Chain, ETC), incluye complejos cytocromo BC1, responsable de la generación PMF por medio de receptores especiales de quinonas; y finalmente complejos moleculares ATP synthase, que utilizan la PMF generada en la etapa anterior para ensamblar ATP.

El conjunto de subunidades conforman un supercomplejo transportador y almacenador de energía en forma de ATP y NADPH, moléculas fundamentales tanto para la activación de las cadenas de síntesis biológica como en los procesos de crecimiento, reproducción celular y en general en todas las funciones bioquímicas y fisiológicas demandantes de energía.

Fig. 2. Transferencia de energía entre complejos fotosintéticos. En la figura, “U” y “K” representan energías potencial y cinética, respectivamente.

CAPTURA DE ENERGÍA: COMPLEJOS ANTENA LHII Y LHI

La energía lumínica es capturada en arreglos concéntricos de carotenos y bacterioclorofilas (BChl) , localizados en complejos proteínicos octaméricos transmembrana, denominados complejos antena LHII (Light Harvest complex II). La energía es enrutada al interior de LHII de 500 a 800 a 850 nm para posteriormente exitar arreglos igualmente concéntricos de BChl ´s en LH1 a 875 nm.

Fig. 3. Light harvesting Complex II en Rhodoblastus acidophilus

Fuente: Photosynthesis | The Purple Photosynthetic Bacterial Light Harvesting System. Richard J. Cogdell, Tu C. Nguyen-Phan, in Encyclopedia of Biological Chemistry (Third Edition), 2021

Note en la figura la disposición en empalizada de los carotenos (moléculas café), y las disposiciones en anillos concéntricos de las 8 BChl´s paralelas a la superficie de la membrana plasmática (BChl´s violetas) y de las 16 perpendiculares a la misma (BChl´s azules).

La transferencia de energía entre y dentro de anillos se realiza mediante “RESONANCIA DE FÖRSTER”, FRET, un tipo particular de resonancia cuántica no radiativa, que requiere distancias muy reducidas entre moléculas donadora y aceptora, y overlapping al menos parcial de la frecuencia de emisión del donador y frecuencia de exitación del aceptor, ver figuras 4 y 5.

Fig. 4. Overlapping parcial entre frecuencia de emisión del donador y exitación del aceptor

Fig. 5. Dependencia de la distancia entre moléculas donadora y aceptora para los valores de transferencia de energía.

A diferencia de otros tipos de resonancia (Resonancia de Dexter), la Resonancia de Förster no mueve electrones exitados de donador a aceptor ni modifica su spin cuántico, por lo cual se define como una resonancia Singlet-Singlet no radiativa.

Partiendo de una exitación de un electrón de HOMO a LUMO en la molécula donadora, ver fig. 6., se transfiere posteriormente su energía a moléculas adyacentes mediante transferencia no radiativa.

Fig. 6. Exitación energética de HOMO a LUMO

En este caso, la molécula donadora retorna un electrón de LUMO (Lowest Unoccupied Molecular orbital) a Homo (Highest Occupied Molecular Orbital) mientra que en la molécula aceptora uno de sus electrones eleva su energía de HOMO a LUMO.

Fig. 7. Singlet-Singlet Förster Resonance Energy Transfer

Al menos dos propiedades cuánticas adicionales y probablemente una tercera son aprovechadas por los Complejos Antena para ejecutar su función: Superposición Cuántica, Coherencia Cuántica y eventualmente Superradiancia Cuántica.

Fig. 8.Transferencia de energía dentro de complejos (líneas azules) y entre complejos (Líneas rojas)

La Superposición Cuántica permite que multiples rutas probables coexistan tanto al interior de los complejos antena (flechas azules), como entre complejos (flechas rojas), garantizando que la energía sea transferida exitosamente y de manera rápida desde la molécula receptora del fotón hasta al Centro de Reacción RC sin que en el tránsito se “pierda”en rutas erráticas. Una vez alcanzado RC, la energía es “leída” por el par especial de clorofilas y en este momento la función de onda colapsa o elimina las demás rutas probables.

La unidireccional en cada paso también se garantiza por la disminución de frecuencias = Disminución de energía = aumento de longitud de onda durante el tránsito en el complejo de antenas (ver fig. 4).

Sin embargo también se debe notar que la exitación de LHI se dá a una mayor frecuencia (865 nm) que la frecuencia del donador (875 nm).

Es posible que la Coherencia y la Superradiancia Cuántica actuando en conjunto sean el elemento responsable del fenómeno.

Fig. 9.Superradiancia Cuántica

En el caso de los complejos antena, es probable que las moléculas individuales emisoras respondan bajo coherencia cuántica de forma espontánea , actuando cooperativamente como una única entidad. La coherencia lleva a que el grupo emita luz en un único haz coherente de alta intensidad. Este haz adquiere una intensidad N veces más fuerte que la intensidad esperada de un grupo de partículas independientes. En la figura 9 la variable N corresponde al número de partículas coherentes. Este efecto NO es basado en NINGUNA interacción entre las moléculas implicadas; es el resultado de las propiedades SIMÉTRICAS de la interacción del conjunto de partículas con el campo electromagnético lumínico global.

En resumen, los complejos antena, como parte del supercomplejo fotosintético, garantizan que la energía incidente de un fotón sea transmitida de manera eficiente hasta el centro de reacción RC, donde un par especial de clorofilas se exitarán al punto de liberar un electrón iniciando una cadena de transporte de electrones (ETC) que al final del proceso se acumulará en moléculas especializadas. El tránsito de fotónica a electrónica se ejecuta en el centro de reacción RC.

Orlando Rodríguez

Julio2, de 2025

LECTURAS RECOMENDADAS

Hu X, Schulten K. Model for the light-harvesting complex I (B875) of Rhodobacter sphaeroides. Biophys J. 1998 Aug;75(2):683-94. doi: 10.1016/S0006-3495(98)77558-7. PMID: 9675170; PMCID: PMC1299743.

Hu X, Ritz T, Damjanović A, Autenrieth F, Schulten K. Photosynthetic apparatus of purple bacteria. Q Rev Biophys. 2002 Feb;35(1):1-62. doi: 10.1017/s0033583501003754. PMID: 11997980.

Miroslav Z. Papiz, Anna M. Hawthornthwaite-Lawless, Steve M. Prince, Gerry McDermott, Andy A. Freer, Neil W. Isaacs, Richard J. Cogdell,
A model for the photosynthetic apparatus of purple bacteria,
Trends in Plant Science,
Volume 1, Issue 6,
1996,
Pages 198-206,
ISSN 1360-1385

III. FOTOSÍNTESIS: FLUJO DE ENERGÍA

La fotosíntesis, como proceso bioquímico, tiene como función principal la captura de energía lumínica y el depósito final de la misma en moléculas orgánicas requeridas para soportar la estructura, mantenimiento y dinámica de la vida.

Siguiendo una estricta secuencia temporal, el proceso comprende las siguientes etapas:

Captura de energía en complejos especializados, denominados complejos antena, o Light Harvesting Complexes, LHC
Exitación electrónica en un par especial de clorofilas, en centros de reacción RC
Transporte de energía a lo largo de una cadena de reacciones de oxidoreducción, Electron Transport Chain (ETC)
Generación de un gradiente protónico (Protomotriz Force, PMF), en particular en el complejo cytocromo BC1
Utilización de PMF en ATP Synthase, para producción de ATP
Utilización de ATP en procesos de biosíntesis

A pesar de ser un proceso altamente eficiente, parte de la energía en cada etapa se pierde, bien en forma de calor, bien en procesos de disipación energética no fotoquímica no aprovechables (NPQ), de modo que el neto en cada etapa corresponde a la energía libre de Gibss para dicha etapa.

La evolución energética se ilustra en la gráfica a manera de rampas continuas, ascendentes o descendentes dependiendo del caso, sugiriendo funciones continuas (salvo el caso resaltado como línea punteada escalonada en ETC), sin embargo el proceso es discreto, con una “granularidad” dependiente del número de reacciones bioquimicas involucradas en cada etapa.