La clase Heliobacterias (Orden Heliobacteriales, Phyllum Firmicutes), corresponde a un grupo muy especializado de bacterias fotoheterótrofas Gram+, aunque en obscuridad sigue rutas fermentadoras, importando piruvato por vías anapleróticas.
Descrito por primera vez en 1983 por Ghest y colabordores [3], a la fecha tiene definidos dos clados, cuatro géneros (Heliobacterium, Heliobacillus, Heliophilum y Heliorestis) y diez especies.
Considerado a nivel bioquímico un grupo minimalista, su hallazgo ha aportando significativamente al entendimiento de la evolución de la fotosíntesis. Al igual que Firmicutes heterótrofos, presenta endosporulación.
Las especies descritas son mayormente terrestres, raramente acuáticas, anaerobios estrictos, de manera que prosperan en suelos anóxicos, muchas veces asociadas en relaciones mutualistas con cultivos de arroz. Algunas especies (Heliobacillus movilis, Heliobacterium modesticalium) han sido reportadas en aguas termales.
Dependiendo de las condiciones ambientales, utilizan distintos tipos de fuentes de electrones: H2S y compuestos orgánicos en suelos alcalinos, Fe2+, H2, succinatos y piruvatos en ambientes reductores y ácidos orgánicos en aguas termales.
COMPLEJO FOTOTRÓFICO
Presencia de un fotosistema Tipo I homodimérico con pigmentos antena haciendo parte integral del mismo, lo que elimina la necesidad de complejos antena independientes. Ausencia de fotosistema tipo II, con Bchlg como pigmento característico, formando el par especial de clorofilas exitable a 800 nm, IR cercano. Chla también está presente, .
Como característica fundamental no cuentan con complejos antena, de modo que en el RC el par de clorofilas Bchlg debe exitarse por radiación directa a una frecuencia sorprendentemente baja para exitar de manera directa el par de clorofilas.
La ruta de transferencia electrónica en Heliobacterias es similar a la de bacterias verdes del azufre, con diferencias, como se mencionó, en la frecuencia de exitación, que en este caso se ubica en 798-800 nm. ver Fig.1.
Figura 1. Heliobacterias: Ruta de transferencia electrónica.
El pool de quinonas está representado por menaquinonas, al igual que en GSB, si bién su papel en el aparato fototrófico no es claro. En ausencia de un complejo II que pueda aportar directamente quinonas reducidas al pool, la enzina NDH puede estar soportando este rol, con NADHP como fuente reducida de electrones.
Respecto a otros pigmentos, a diferencia de los C40 característicos de los demás grupos de bacterias fotótrofas, las Heliobacterias contienen carotenoides no alkilofílicos C30 , particularmente 4,4′-diaponeurosporeno.
Figura 2. Estructura molecular C30 4,4´ diaponeurosporeno
Como ruta reductora, las Heliobacterias disponen del Ciclo r-TCA incompleto. Debido a la ausencia de genes codificantes de ATP-Citrato Lyasa, el piruvato requerido en el ciclo debe ser obtenido por rutas anapleróticas, y en estas las plantas hospederas (arroz), deben jugar un papel importante.
Al igual que en GSB, los Ciclos CBB y Biciclo 3-HP están ausentes. En general las rutas bioquímicas del carbono aparecen muy simplificadas en este grupo bacteriano. En contraste, las rutas fijadoras de nitrógeno (Mo dependientes) son muy robustas. En este sentido parecen desempeñar en gramineas un soporte nitrificante similar al de Rhizobium, Bradyrhizobium y Sinorhizobium en leguminosas, si bién nunca conformando nódulos radiculares.
Puesto que son un grupo Gram+ carente de membrana interna, el espacio periplasmático desempeña la función del lúmen thylakoidal de cyanobacterias y del espacio intermembrana de bacterias púrpura, lo que les permite confinar el H+ requerido para la síntesis de ATP.
La enzima transmembrana NDH (NADH-MQ Oxidoreductasa) está presente jugando un rol importante en el transporte H+ hacia el espacio periplasmático y en la reducción de quinonas, lo que debe incrementar de manera significante la producción de ATP, ver Fig 3.
Figura 3 . Aparato fototrófico propio de Heliobacterias.
BIBLIOGRAFÍA RECOMENDADA
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La convergencia evolutiva de los fotosistemas PSI y PSII ha sido sin lugar a dudas la innovación bioquimica de mayor impacto en la historia de vida en nuestro planeta.
Esta trascendental propuesta, desarrollada hace algo más de 2,500 millones de años por las cyanobacterias y luego transmitida por endosimbiosis seriada hacia algas y plantas superiores, permitió extraer del agua los electrones requeridos para mantener en funcionamiento la maquinaria fotosintética, llevandola a un nivel de eficiencia que terminó redireccionando el curso evolutivo de la vida.
El precio de dicha innovación fué muy alto.
El oxígeno liberado durante el proceso de oxidación del agua se convirtió en una amenaza para la vida, e incluso en una amenaza para la misma maquinaria que lo generó, lo que implicó involucrar una serie de rutas de protección de la maquinaria fotosintética, ver Fig 1.
Bajo condiciones ideales, y con un aparato fotosintético produciendo justo lo requerido, el oxígeno residual no es realmente una amenaza.
Pero variaciones en la disponibilidad de luz, cambios en PH, temperatura y humedad, restricciones en el acceso a CO2 , etc, implican cambios en los balances de las reacciones de oxidoreducción.
En estos casos, la oferta de electrones generados puede llegar a superar la capacidad de consumo por parte de la misma, lo que resulta en una cadena de trasporte de electrones ETC altamente reductora.
Bajo estas condiciónes, la probabilidad de generarse especies reactivas de oxígeno ROS, es muy alta, exponiendo a PSI y PSII a daños severos. La síntesis de especies reactivas del oxígeno y los orbitales moleculares correspondientes a las mismas se resumen en las Fig 1 y Fig 2.
Figura 1. Rutas de formación de especies reactivas de oxígeno.
Figura 2 : Orbitales moleculares correspondientes al estado ground y a los estados exitados superóxido y peróxido de la molécula de oxígeno.
La generación de radicales hydroxil se dá por dos vías principales:
Por acción de la luz UV , que disocia H2O2 a su forma 2 OH.
En presencia de Fe(II), en la reacción de Fenton:
Fe2+ + H2O2 → Fe3+ + OH. + OH–
Los radicales hydroxil son extremadamente reactivos, responsables del estrés oxidativo y causantes del daño no solo de los fotosistemas sino en general del entorno celular.
Mientras PSII tiene una capacidad de respuesta regenerativa relativamente alta ante la acción de especies reactivas, PSI es mucho más sensible a daños definitivos, exponiendo a la maquinaria global a colapsar en su función.
PROTECCIÓN ROS
La generación de especies reactivas de oxígeno hace necesario contar con rutas bioquimicas de control que permitan mantener el entorno fotosintético en estado oxidado, ver Fig 3.
Figura 3. Rutas NPQ y protección ROS presentes en la maquinaria fotosintética de cyanobacterias.
Las rutas de control ROS pueden clasificarse en dos tipos:
RUTAS PREVENTIVAS: Actúan sobre entornos reductores redireccionando el flujo de electrones hacia pool de quinonas para luego extraerlos por agentes oxidantes específicos.
RUTAS CORRECTIVAS: Actúan reduciendo las especies ROS generadas.
RUTAS PREVENTIVAS ROS
RUTA PTOX MEDIADA POR NDH-1
PTOX Deriva su nombre de la enzyma “Plastid Terminal Oxidase”, o“Plastoquinol Terminal Oxidase“, la cual reside adyacente a la membrana thylakoide.
Esta enzima actúa como válvula de seguridad, extrayendo electrones del pool de quinonas mediante la reacción
PQH2 + O2 → 2 PQ + 2 H2O
PQ es reducido a su forma PQH2 mediante un flujo cíclico de electrones (Non photochemical electron cycle) provenientes de FDX– siguendo la ruta
FDX– → NDH-1 → PQ → PQH2
NDH-1 corresponde al complejo proteico transmembrana NADPH dehydrogenasa presente en cyanobacterias, es responsable de la oxidación de FDX– y de la correspondiente reducción de PQ.
La transferencia de electrones en la ruta PTOX se conoce como “Clororespiración” y se puede resumir asi:
La ruta se activa, entre otras causas, cuando la disponibilidad de CO2 citoplasmatico no es lo suficientemente alta como para atender los requerimientos del ciclo de Calvin Benson. Bajo esta condición, la caída en concentración de CO2 desacelera el ritmo del ciclo CBB generando un represamiento de las especies NADPH y FDX– , lo que promueve un entorno reductor favorable a la formación de especies ROS, particularmente por FDX– , cuyo alto represamiento puede terminar transfiriendo electrones a O2 generado las especies ROS mencionadas.
Para prevenir esta condición, las rutas PTOX reenrutan los electrones hacia el pool de quinonas Se ha reportado que la acción de PTOX es responsable hasta del 30% del drenaje de electrones en el tráfico ETC (Zolotereva et.al. 2022).
La acción colaborativa PTOX/NDH-1 actúa sobre FDX– “aguas abajo” de PSI y Cyt b6f permitiendo que bajo condiciones de stress, la síntesis de ATP se mantenga intacta, lo que hace de este esquema de protección un mecanismo altamente eficiente para la función general fotosintética.
NDH-1 participa en el bombeo de protones al lumen durante la transferencia electrónica de manera equivalente al complejo I mitocondrial y al NDH presente en plantas y algas verdes, contribuyendo a incrementar la fuerza protomotriz ΔpH , lo que aumenta la eficiencia energética del sistema.
RUTA PTOX MEDIADA POR PGRL1-PGR5
La proteína transmembrana PGRL1 (Proton Gradient Regulation Like 1) es una proteína reguladora transmembrana de bajo peso molecular, presente en cyanobacterias, plantas y algas verdes.
PGRL1 actúa en conjunto con la proteina PGR5 (Proton Gradient Regulation 5), conformando un heterodímero con función equivalente a la de NDH-1.
La velocidad de respuesta del heterodímero ante variaciones en concentración FDX– es mucho mayor que la de NDH-1, lo que permite que las dos proteínas actúen de manera complementaria para el funcionamiento óptimo de PTOX. Adicionalmente, mientras PGRL1 opera en condiciones de alta intensidad lumínica, desempeñando una función fotoprotectora, NDH-1 se activa en condiciones de baja luminosidad o bajo stress prolongado.
En resumen, NDH-1 y PGRL1 actúan rediraccionando“de manera preventiva” el flujo de electrones de FDX– hacia el pool de quinonas generando un flujo cíclico electrónico no fotoquímico que contribuye a mantener en estado oxidado el entorno PSI , minimizando por esta vía la generación de especies ROS. Ambas rutas habilitan la función de drenaje PTOX, con H2O como depositario final de electrones y oxígeno provenientes del sistema.
RUTAS CORRECTIVAS ROS
Actúan reduciendo H2O2 a H2O mediante peroxidasas específicas, controlando los niveles ROS en citosol y membrana thylakoide.
Previa la activación de las rutas de control, radicales superóxido O.−2 deben ser convertidos en H2O2 y O2 mediante la acción de Superóxido dismutasas, SOD, en la siguiente reacción simplificada:
O.−2 + O.−2 + 2H+ → O2 + H2O2
SOD corresponde a una familia de metaloenzimas antioxidantes cruciales a la salud celular presentes en archaeas, bacterias y eukariotas que, dependiendo del metal o metales coordinados, se clasifican en los siguientes grupos:
FeSOD : Presente en citosol
MnSOD: Asociada en cyanobacterias y plantas a membrada thylakoide en vecindad a PSII
Cu/ZnSOD: Presente en citosol
NiSOD: presente en cytosol. (Exclusivo de prokariotas)
La reacción comprende dos etapas:
Etapa de reducción del metal coordinado, oxidando O.−2 a O2 :
M(n+1)+−SOD + O.−2 → Mn+−SOD + O2
Etapa de reoxidación del metal coordinado, reduciendo O−2 a H2O2 :
Mn+−SOD + O−2 + 2H+→ M(n+1)+−SOD + H2O2
El estado de oxidación del catión metálico evoluciona entre n+1 → n → n+1:
(Cu2+ → Cu+ → Cu2+)
(Mn3+ → Mn2+ → Mn3+)
(Fe3+ → Fe2+ → Fe3+)
(Ni3+ → Ni2+ → Ni3+)
Una vez convertido O−2 en H2O2 por SOD, tres rutas contribuyen al control ROS mediante la reducción de H2O2 a H2O, teniendo como factor común la cesión inicial de electrones a partir de NADPH.
REACCIÓN DE MEHLER (CICLO AGUA-AGUA)
La reacción de Mehler, conocida también como ciclo agua-agua (WWC), está presente en todos los organismos con fotosíntesis oxigénica y presencia de fotosistema PSI.
En un primer paso, MDA (Monodeshidroascorbato) se reduce a Ascorbato (ASC) usando NADPH como donante de electrones mediante la enzima MDAR (MDA Reductasa). En la etapa final MDA se regenera mediante la enzima Ascorbato Peroxidasa y transferencia de electrones al Peróxido de Hidrógeno para formar agua.
Aunque el ciclo se conoce como ciclo Agua-Agua, referido a que la fuente primaria de los electrones es agua (proveniente del ciclo de KOK), y que el producto final de la ruta también es agua, esta condición es común para las tres rutas correctivas.
RUTA ASCORBATO GLUTATION MEDIADA POR ASCORBATO PEROXIDASA
La ruta es activada tras la reducción de MDA (Monodehidroascorbato) a Ascorbato utilizando la enzima MDAR (Monodehidroascorbato reductasa) con NADPH como donador de electrones. MDA es regenerado mediante la acción de la enzima Ascorbato peroxidasa (APX) resultando en la reducción de H2O2 a H2O. Como radical, si no se favorece una rápida reducción, MDA dismuta a Ascorbato y Dehidroascorbato (DHA) .
En una segunda cadena de oxidoreducción, Dehidroascorbato se reduce a Ascorbato mediante la enzima Dehidroascorbato reductasa (DHAR), utilizando Glutatión (GDH) como agente reductor, el cual se oxida a su forma Glutatión disulfido (GSSG). Finalmente, GSH se regenera con NADPH como donor de electrones y la acción de la enzima Glutatión reductasa (GR).
ROL DEL ASCORBATO
ASC (forma salina dedl ácido Ascórbico, o Viamina C), es el principal antioxidante de cyanobacterias y plantas superiores. En adición a su función durante la fotosíntesis, participa como señalizador durante el proceso de la mitosis, forma parte del control de la función meristemal, contribuye al crecimiento radicular en plantas e interviene en la activación de la floración y durante la senecencia vegetal.
Cuatro rutas de síntesis de Ascorbato han sido descritas en plantas, con D-Glucosa, Myo-Inositol y pectinas de la pared celular como precursoras.
RUTA GLUTATION MEDIADA POR GLUTATION PEROXIDASA
En esta ruta, GSH participa como agente reductor actuando sobre H2O2 para producir H2O mediante la enzima Glutation Peroxidasa (GPX). GSH es regenerado a partir GSSG con NADPH como donor de electrones bajo la acción de la enzima Glutatión Reductasa (GR).
NPQ (NON PHOTOCHEMICAL QUENCHING)
Las rutas de protección expuestas previamente corresponden a protección electrónica de alta energía, presente en especies reactivas ROS.
Existe adicionalmente una ruta de protección fotónica equivalente en función al ciclo de Xantophyllas propia de plantas superiores, destinada a disipar excesos de luz y calor en lo que se denomina Non-Photochemical Quenching” (NPQ), (Extinción No Fotoquímica), operando entre el nucleo del phycobilisoma y el centro de reacción RC impidiendo que fotones de alta energía degraden el fotosistema.
El core del sistema es la “Proteina Carotenoide Naranja”, “OCP”, ver Fig 4, molécula soluble en agua con un peso molecular de 35 kDa, dos dominios, C-Terminal (CTD) y N-terminal (NTD), separados por un linker que actúa a manera de bisagra entre los dominios, una terminal N extendida (NTE) contribuyendo a mantener CTD y NTD adyacentes en estado ground (OCPO) y un cofactor keto-carotenoide (Canthaxanthina).
Figura 4. Orange Carotene Proteine (OCP). Elementos principales
Ante la exposición a luz de alta energía, el cofactor Caanthaxanthina sufre cambios reversibles en su estructura molecular espacial, ver Fig. 5, con alteraciones en la absorción/emisión lumínica, pasando de naranja (ground) a roja en estado activado, loque define dos estados: OCP0 → OCPR.
Figura 5. Canthaxantica en estado Ground (OCP0) y estado exitado (OCPR)
Estos cambios generan a su vez alteraciones reversibles en OCP, ver Fig 5., incluyendo translocación del caroteno hacia el domino NTD y separación de los dominios N-terminal y C-terminal ver Fig.6.
Figura 6. Estructura y función OCP. (Modificado de Maksimov et.al, 2017).
En este estado OCPR actúa a nivel del nucleo del phycobilisoma impidiendo que alta energía se transmita hacia el centro de reacción, protegiendo de esta manera al fotosistema (fotoprotección NPQ).
Si la protección del fotosistema no es requerida, la proteina retorna a estado OCP0 mediante la acción del dímero FRP (Fluorescence Recovery Protein), lo que permite la reactivación de la función fotosintética.
BIBLIOGRAFÍA
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La presente lectura sobre cyanobacterias es el punto de convergencia de todas las lecturas previamente desarrolladas sobre el fenómeno de la fotosíntesis, pues este grupo bacteriano fué hace 2,500 millones de años punto de convergencia de evolución Marguliana, como también punto de divergencia Darwinista, lo que definió la impronta de la vida en nuestro planeta.
A las cyanobacterias se le debe la atmósfera planetaria rica en oxígeno, su color azul visible desde el espacio, las bandas rojas de hierro Fe3+ (Hematita Fe2O3) y Fe2+/Fe3+ (magnetita), huella geológica de su actividad bioquímica, como también la eucariogénesis y la evolución de las plantas y en último término de los animales pluricelulares, de manera que la especie humana no existiría si hace 2,500 millones de años no hubieran dominado, como dominaron, estas revolucionarias bacterias fotosintéticas.
Las Cyanobacterias son un grupo de bacterias Gram-negativas (Phyllum Cyanobacteriota) caracterizadas por realizar fotosíntesis oxigénica mediante un complejo bioquímico dual PSII-PSI, lo que las diferencia de los demás grupos fotosintéticos bacterianos, donde PSII o PSI están presentes, pero nunca operando a la vez, ver fig 1.
El complejo fotosintético se localiza en invaginaciones intracelulares de la membrana plasmática denominadas membranas Thylakoides, precursoras de las estructuras thylakoidales propias de los cloroplastos presentes en las células del reino vegetal.
Figura 1. Complejo fotosintético de Cyanobacterias
La maquinaria fotosintétic de las cyanobacterias comprende los siguientes subsistemas:
Complejo antena (Light Harvest Complex) denominados phycobilisomas, los cuales están intimamente ligados a los fotosistemas PSII y PSI
Fotosistemas PSII y PSI propiamente dichos, encargados el primero de reducir quinonas y el segundo reducir NADH
Citocromo b6f, transportador de electrones hacia PSI y responsable de la generación del potencial protónico PMF
Centro OEC (Oxigen Evolving Center) responsable de la oxidación del agua.
ATP Synthase, que, aunque no forma parte del complejo, es fundamental para la síntesis de ATP
A continuación un resumen general de los diferentes componentes de la maquinaria:
PHYCOBILISOMA (PBS)
Durante el proceso de la fotosíntesis, la energía lumínica es capturada por complejos antena denominados Phycobilisomas (PBS). La energía es luego transmitida hacia los centros de reacción (RC), donde pares especiales de clorofilas Chla son exitados a niveles energéticos que permiten la liberación electrónica en Chla para iniciar la cadena de transporte de electrones (ETC) , motor final de las maquinarias fotosintéticas.
Cada Phycobilisoma está compuesto por seis (raramente ocho) estructuras proteicas de corte cilíndrico en disposición radial, ver Fig 2., convergiendo hacia un nucleo proteico central.
Figura 2. Phycobilisoma. A: Vista general. Se incluye con propósito ilustrativo en tonos suaves el centro de reacción. B: Detalle estructural. C: Disposición de subunidades en los trímeros.
RADIOS:
Cada radio a su vez está conformado por 2 – 6 discos de phycobiliproteinas (10-12 nm de diámetro), los cuales actúan como unidades de captura y transferencia de energía lumínica hacia el nucleo del complejo. Los discos, de estructura trimeral, pueden operar de manera individual, trímeros (αβ)3 , o por parejas enlazadas por proteinas linker, en cuyo caso su estructura es hexameral (αβ)₆, ver Fig 2b y 2c. El rol de la proteina linker no es solamente enlazante, también contribuye a ajustar los niveles energéticos y a dirigir la energía hacia el nucleo del complejo antena.
De distal a proximal, y dependiendo de los cromóforos que contienen, las proteinas de los radios se clasifican en:
PHYCOERITHRINAS (PE) → Colectores primarios de luz .
PHYCOCYANINAS (PC) → Transfieren la energía colectada por PE hacia el nucleo del phycobilisoma.
La estructura de los radios puede variar acomodandose a la disponibilidad de energía. Así, PE puede estar ausente, en cuyo caso el colector primario es PC. De manera similar, PC puede faltar, y en ese caso PE comunica directamente con los cromóforos del nucleo.
NÚCLEO
El núcleo está conformado por 2-3 cilindros dispuestos horizontalmente, ver Fig.2a, con 6-9 discos αβ3 por cilindro, agrupados por parejas mediante proteinas linker, resultando en estructuras αβ₆.
La proteina del nucleo corresponde a ALOPHYCOCYANINA (APC), derivando su nombre del pigmento correspondiente, Alophycocyanobilina, el cual es exitado por los cromóforos radiales que actúan a modo de embudo energético. Este pigmento es el responsable de la exitación del par especial de clorofilas localizada en el centros de reaccion.
El núcleo tiene en consecuencia una función conectora entre el complejo antena y el centro de reacción RC, de manera análoga a la capa FMO de los clorosomas propios de las baterias verdes del azufre (ver lectura correspondiente), si bién presentan diferencias significativas:
El núcleo del ficobilisoma es una estructura grande, modular y con alta plasticidad morfológica, adaptable en número de discos y organización de los mismos dependiendo de las condiciones lumínicas, mientras que FMO es un complejo pequeño,rígido en estructura, no adaptable a fluctuaciones de las condiciones ambientales.
El cromóforo contiene Aloficocianina, conecta con el par especial Chla en RC P680 de (PSII y P700 de PSI), mientras que FMO contiene Bacterioclorofila y transmite la energía al par Bchla P840 en RC.
El phycobilisoma requiere para su exitación de una intensidad de luz mucho mayor que el chlorosoma, lo que define y diferencia los nichos ecológicos ocupados por ambos grupos biológicos.
El número de pigmentos presentes en el phycobilisoma es muchísimo menor que el del chlorosoma (decenas en el ficobilisoma, cientos de miles e el corosoma).
Los pigmentos del phycobilisoma requieren proteinas estructurantes donde se anclan y organizan, mientras que la organización y distribución de pigmentos en el chlorosoma obedece a una estructura semicristalina auto-organizada, y salvo la envoltura que los contiene y la unidad conectora (FMO), hay ausencia proteínica al interior del complejo antena.
El phycobilisoma es típico de linajes oxigénicos evolutivamente recientes, mientras que el chlorosoma es típico de fototrofía anoxigénica mucho mas antigua.
PIGMENTOS FOTOSINTÉTICOS
Para que la energía fluya desde el Phycobilisoma hasta PSII/PSI mediante transferencia no radiativa FRET se requiere cumplir un conjunto de condiciones:
Energías de exitación decrementales en el sentido del flujo ETC
Distancias reducidas entre cromóforos adyacentes
Superposición espectral entre las frecuencias de emisión y frecuencias de exitación de pigmentos en la cadena
Orientación favorable a FRET entre los dipolos
Adecuada vida media de estados exitados
Las proteínas PE, PC y APC contienen los pigmentos de los tipos Phycoerytrobilina, Phycocyanobilina y Alophycocyanobilina respectivamente, cuyas energías de exitación/emisión cumplen las condiciones descritas, lo cual garantiza el flujo de energía en la secuencia
PE → PC → APC → PSII/PSI
El flujo de energía y la tabla de valores de exitación/emisión en el phycobilisoma se ilustran en la Fig 3.
Figura 3. Flujo de energía y valores de absorción/emisión correspondientes a las etapas de flujo de energía en el phycobilisoma
Los pigmentos fotosintéticos obedecen a una estructura tetrapirrólica de anillo abierto, con diferencias en el radical asociado al carbono 18 (Vinil para Phycoerytrobilina, Ethil para Phicocyanobilina y Alophycocyanobilina), y con diferencias en las posiciones de algunos enlaces Pi conjugados entre Phycocyanobilina y Alophycocyanobilina , ver Fig.4.
Estas diferencias moleculares, combinadas con las cargas eléctricas de los aminoácidos que las rodean, definen las energías de absorción/ emisión para cada tipo de pigmento.
Para los tres casos, los pigmentos están anclados a las proteínas vía residuos Cisteína mediante enlaces covalentes Tioéter.
Figura 4. Estructura molecular de los pigmentos involucrados en el phycobilisoma
FOTOSISTEMA PSII
La energía capturada y transmitida desde los pigmentos de las radios hasta el nucleo del complejo es transmitida al par especial de clorofilas localizado en la base del fotosistema PSII, el cual es un complejo de proteínas transmembrana en un arreglo heterodimérico D2-D1, ver Fig.5.
El acoplamiento entre los pigmentos del nucleo y el par especial de clorofilas es mucho mas fuerte y mucho más coherente que el acoplamiento entre pigmentos al interior del phycobilisoma, lo que lo define como un caso extremo de resonancia de Förster, renombrado recientemente como EET (Exitation Energy Transfer)
Figura 5. Fotosistema PSII. Estructura y cadena de transporte ETC.
Mediante EET, la energía procedente del complejo antena exita el par especial de clorofilas P680 llevandolo a su forma P680*, elevando su potencial redox de
+ 1,2 → -0,9 eV
Si los requerimientos energéticos celulares son bajos, el par especial retorna al estado Ground mediante fluorescencia, ver Fig 6.
Figura 6. Exitación/relajación electrónica en pigmentos fotosintéticos
Ante demanda energética, el electrón exitado π* (procedente de la cadena de enlaces conjugados), no retorna a ground sino que se libera oxidando el par especial de clorofilas Chla , iniciando una cadena de transporte de electrones ETC, que en su primera fase (PSII) sigue la ruta ETC
P680* → Pheophytin → Quinone A → Quinonne B → Plastoquinol
El pigmento Phaeophitin corresponde estructuralmente a una molécula de clorofila Chla sin presencia del átomo central de magnesio coordinado. Las quinonas corresponden a Plastoquinonas, muy estables en ambientes ricos en oxígeno.
Para reducirse completamente, las plastoquinonas PQA y PQB requieren dos electrones, de manera que el ciclo de exitación y liberación electrónica del par especial de clorofilas debe repetirse dos veces, y previamente dos fotones deben ser capturados y transmitidos a RC secuencialmente por parte del complejo antena.
Una vez completamente reducida, PQB2- captura dos protones procedentes del citoplasma adquiriendo la forma de Plastoquinol PQH2 :
PQB → PQB∙− → PQB2- → PQH2
Mientras que PQA está ligada fuértemente a PSII, PQB es fácilmente liberada en su forma plasoquinol, migrando a un reservorio especial de quinonas localizado en el espacio intramembrana thylakoidal denominado pool de quinonas, ver Fig 7.
Figura 7. Diagrama de flujo de energía en el complejo fotosintético de Cyanobacterias, reacciones dependientes de luz.
Para que la cadena de transporte ETC siga una dirección “cuesta abajo” desde P680* hasta PQH2 en PSII, (y más adelante hacia el pool de quinonas y finalmente hasta P700 en PSI), los “eslabones” de la cadena de transporte deben estar acoplados de modo que sus potenciales redox vayan disminuyendo paso a paso, ver Fig.8.
El tránsito de electrones a lo largo del proceso, al igual que en los complejos fotosintéticos presentes en los demás grupos bacterianos y en la maquinaria de foforilación oxidativa mitocondrial, permite generar un gradiente protónico intermembrana (PMF) indispensable para la síntesis de ATP.
Figura 8. Diagrama Z en el complejo fotosintético PSII/PSI de Cyanobacterias.
El transito de electrones descrito en la fig. 8 se conoce como ESQUEMA Z, que en resumen describe la forma en “Z” del transporte no cíclico de electrones durante las reacciones dependientes de la luz en la fotosíntesis de cyanobacterias y plantas superiores.
El Esquema “Z” comprende dos fases, correspondientes a PSII y PSI respectivameente. PSI maneja niveles energéticos mayores que PSII, lo que define para PSII un alto poder oxidante y para PSI un alto poder reductor, convirtiendo al sistema combinado en una maquinaria altamente oxidante, altamente reductora, que en la práctica se traduce en capacidad de oxidar H2O y capacidad de reducir NADP+ de manera directa. Comparativamente, maquinarias de un solo fotosistema, como las presentes en bacterias púrpura y bacterias verdes del azufre, la eficiencia fotosintética general está limitada. En las primeras, el débil poder reductor impide la síntesis directa de NADPH, teniento que invertir valioso ATP en su producción, mientras que en bacterias verdes del azufre ocurre lo contrario. Se habilita la síntesis directa de NADPH pero el bajo poder oxidante impide la utilización de H2O como fuente de electrones, ver Fig 9.
Figura 9. Centros de reacción de Bacterias púrpura y verdes del azufre
Hace algo cercano a 2,500 millones de años, sea por endosimbiosis seriada entre linajes de bacterias con maquinarias complementarias tipo I y tipo II, sea por adquisición de un segundo fotosistema por evolución propia , o sea por transferencia genética horizontal entre linajes, en lo que podría ser una especie de endosimbiosis bioquímica, de alguna manera dos maquinarias fotosintéticas se combinaron resultando en una máquina dotada de un “carburador de doble venturi” capaz de oxidar el agua, lo que marcó un punto de no retorno en la vida del planeta.
La utilización de agua como fuente de electrones en éste novedoso proceso fotosintético ha sido de lejos la más importante y trascendental innovación evolutiva alcanzada en el planeta. El nuevo recurso eliminó la dependencia de electrones procedentes de fuentes de limitado acceso (H2S, moléculas orgánicas, etc) permitiendo que las cyanobacterias pudieran ocupar todos los rincones del planeta donde hubiera agua líquida, convirtiendose así en el grupo más exitoso y de lejos más dominante que haya existido hasta la fecha .
Pero esta dominancia tuvo su lado obscuro, pués también fué la responsable de alterar profundamente la atmósfera primigenia, rica en dióxido de carbono y metano, por una atmósfera de oxígeno, lo que amenazó seriamente las formas de vida anoxigénica que prosperaban en ese entonces .
POOL DE QUINONAS
Como se mencionó anteriormente, el pool de quinonas es un depósito de quinonas oxidadas y reducidas ubicada en el espacio intramembrana tylakoidal, adyacente a los complejos fotosintéticos PSII, PSI y al Cyt b6f.
La naturaleza hidrofóbica de las quinonas permite que éstas permanezcan confinadas en dicho espacio, repelidas por los radicales fosfato de la capa bifosfolipídica.
La proporción y concentraciones de las formas PQ / PQH2 es dinámica y depende de los requerimientos fisiológicos, siendo PQH2 la portadora de energía desde PSII hacia en citocromo b6f.
CITOCROMO b6f
El complejo Cyt b6f es un complejo proteínico transmembrana con moléculas Heme como cofactores, ver Fig 10. Sus funciones consisten en transferir electrones al fotosistema PSI orientados a síntesis de NADPH y mover protones del citoplasma al lumen thylakoide mediante una secuencia de oxidaciones y reducciones de quinonas aprovechando una cadena de transporte de electrones ETC habilitada por cambios reversibles entre los estados de oxidación Fe³⁺ / Fe²⁺ de átomos de hierro presentes en moléculas Heme al interior del complejo.
Fig 10. Estructura del citocromo Cytb6f, y dinámica de transporte de electrones ETC.
La subunidad Cyt B6 tiene dos sitios activos, Qp oxidante y Qn reductor, responsables de alojar las quinonas a oxidar y reducir, respectivamente.
Del pool de quinonas es transladada una molécula PQH2 a Qp donde es oxidada a su forma PQ. Dos protones y dos electrones son liberados en la reacción. Los protones migran al lumen htilakoide donde contribuyen a incrementar la fuerza protomotriz PMF que luego se utilizará pra la síntesis de ATP.
En cuanto a los electrones, tienen dos destinos diferentes:
El primer electrón es capturado por el complejo 2Fe2S, cofactor de la proteína Rieske (Iron Sulfur Protein ISP) quien a su vez reduce una cuproproteina móvil presentee e el lúmen thylakoide denominada Plastocianina, responsable final de la transferencia de electrones desde Cyt b6f hasta PSI siguiendo la ruta
Qp → Cytf → [2Fe2S] → PC → P700–
En cuanto a Rieske, el centro [2Fe2S] está coordinado por dos histidinas y dos cisteínas, en lugar de las cuatro Cystinas que caracterizan a la ferredoxina [2Fe2S], ver Fig 11.
Fig 11. Centro [2Fe-2S] presente en la proteina Rieske
Respecto a la Plastocianina (PC), se trata de una proteína móvil transportadora de electrones con un átomo de cobre como cofactor anclado a la proteina mediante cuatro ligandos: Imidazol de dos residuos histidina (His37, His87) , thiolato de Cys84 y thioether de Met92, lo que le confiere una estructura de tetrahedro irregular. Durante el proceso el cobre es reducido de la forma
Cu²⁺ → Cu⁺
En estado reducido, PC migra en el lumen hasta el PSI, donde dona el electrón a P700⁺, volviendo a su forma oxidada Cu²⁺.
Respecto al segundo electrón, este sigue la ruta
bl → bh (o bl → cn) → PQ
mediante cambios en los estados de oxidación Fe3+ – Fe2+ de los Heme correspondientes, para finalmente reducir parcialmente una plastoquinona PQ localizada en el sitio Qn .
Son necesarios dos ciclos como el descrito arriba para reducir completamnte la plastoquiuinona PQ localizada en Qn.
Una vez totalmente reducida, la plastoquinona incorpora dos protones procedentes del citoplasma a su estructura, retornando luego al pool de quinonas en su forma PQH2 .
Completados los dos ciclos, cuatro protones son transladados del citoplasma al lumen tylakoidal.
FOTOSISTEMA PSI
El fotosistema PSI es el último complejo involucrado en la cadena de transporte de electrones, su función es reducir NADP+ a partir de la oxidación del átomo de cobre precente en PC, por lo cual se conoce atmbién como Plastocianina-NADP Oxidoreductasa., ver Fig 12.
Figura 12. Fotosistema PSI. Estructura y cadena de transporte ETC
Como en el caso de PSII, complejos antena tipo phycobilisomas son responsables de transferir la energíalumínica al par especial de clorofilas, en este caso al dímero P700, con la energía necesaria para que un electrón sea liberado del par especial iniciando la cadena de transporte correspondiente.
Una vez liberado el electrón, el par especial adquiere el potencial oxidante necesario para oxidar la plastocianina PC procedente del complejo Rieske, retornando el par especial a su estado Ground, cambiando el estado de oxidación del átomo de cobre:
Cu⁺ → Cu2⁺
Dos ramas simétricas de cofactores están presentes en PSI. Las ramas parten de P700 al interior de las subunidades PSaB y PSaA, cada una conteniendo una molécula accessoria de Chla ( A), una segunda monomérica Chla ( A0) y una filoquinona (A1). Las dos ramas convergen en un cluster [4Fe-4S] central (Fx), ver Fig 13, apuntando hacia el citoplasma.
A pesar de existir dos ramas paralelas de cofactores A-Ao-A1, solo una es responsable de la cadena de transporte de electrones, usualmente la rama localizada en PSaA, mientras que la segunda rama, presente en PSaB , permanece inactiva.
De Fx la energía es transferida hacia dos cluster [4Fe-4S] denominados FA y FB localizados en la subunidad proteínica PsaC, para finalmente reducir una ferredoxina 2Fe-2S Fe-S , denominada Fdx, localizada en el citoplasma.
La ferredoxina requere dos electrones para reducirse completamente, de modo que dos ciclos secuenciales PC-Ferredoxina deben ser completados.
Éste agente reductor no transfiere directamente electrones a NADP+ , requiriendo una enzima intermediaria denominada ferredoxina-NADP+ reductasa (FNR). La transferencia de electrones se realiza en dos pasos:
FNR → Flavin-Semiquinona → FADH2
Una vez completamente reducida, FNR transfiere los dos electrones a NADP+ .
En resumen, la cadena de transporte ETC en PSI sigue los siguientes pasos:
P700∗ → A → A0 → A1 → Fx → FA → FB → Fdx → FNR – NADPH
OXIGEN EVOLVING CENTER OEC
Con la síntesis de NADPH y la habilitación de síntesis de ATP mediante la generación de fuerza protomotríz PMF por el sistema parecería que el tema quedaría cubierto.
Sin embargo queda pendiente el tema de reposición de electrones en PSII para que la maquinaria fotosintética pueda operar ininterrumpídamente.
La oxidación de P680 inicializa el fljo ETC mediante la cesión electrónica, pero a su vez, gracias al alto poder oxidante adquirido, permite reincorporarlos desde la fuente primaria, H2O, mediante una innovacion evolutiva, El ciclo de Joliot-Kokmediado por Mn4CaO5 , ciclo que opera en un complejo proteínico denominado Oxigen Evolving Center, “OEC”.
Como core del complejo OEC y como centro oxidante se presenta una molécula de estructura cubana, ver Fig 13, y fórmula molecular Mn4CaO5, responsable final de la oxidación del agua.
Figura 13. Diagrama 3D de la molécula Mn4CaO5. Se incluyen en la molécula las cuatro moléculas coordinadas de agua
El tránsito de electrones desde MnCaO5 hacia el par de clorofilas es mediado por un residuo Tyr 161 (Yz), en la secuencia
H2O → Mn4CaO5 → Yz → P680*
Al ceder electrones, P680* adquiere un potencial oxidativo muy alto (~+1,25v) , lo que permite oxidar Tyr161 quien a su vez oxida MnCaO5 para que tras un ciclo repetido pueda oxidar el agua , ver Fig.14.
Figura 14. Ciclo de KOK. Las cuatro barras en cada estado representan los cuatro átomos de manganeso, barras azules indican átomos en estado de oxidación III, barras rojas estado IV.
Como etapa previa al ciclo de KOK, la energía de un fotón procedente del complejo antena promueve la liberación de un electrón en P680, lo que lo lleva a un estado P680* altamente oxidativo. Este potencial es transladado al centro OEC con el propósito final de oxidación del H2O.
El elemento responsable de los estados de potencial corresponde a los cuatro átomos de Mn, que pueden tener los siguientes estados de oxidación:
Las etapas del ciclo de KOK se pueden resumir así:
S0 → S1: Partiendo de un estado inicial en Mn4CaO5 con Mn1 – Mn3 en estado de oxidación III y Mn4 en estado de oxidación IV, P680* promueve la oxidación de Tyr161 y luego la oxidación de Mn3 en Mn4CaO5 (con la consecuente reposición electrónica en P680), lo que genera en el core de OEC un potencial de +0,8v.
S1 →S2: Segundo fotón incidente, segundo electrón liberado, se eleva el potencial oxidativo del core a de +0,8v a 0,9v , oxidación de Mn2 pasando del estado MnIII a MnIV, liberación de H+ al lumen thylakoide.
S2 →S3: Tercer fotón incidente, tercer electrón liberado, captura de una primera molécula de agua, liberación de H+ al lumen thylakoide, el core adquiere un potencial de ~+1,0 – +1,1, oxidación de Mn1 pasando del estado MnIII a MnIV.
S3 →S4 → S0: Cuarto fotón incidente y cuarto electrón liberado. Con todos los átomos de Mn en estado de oxidación +IV, el potencial de oxidación general es lo suficientememnte alto como para generar un enlace O-O a partir de H2O, de manera que sus electrones se puedan incorporan al sistema, retornando de paso los estados de oxidación de los átomos de Mn a sus condiciones iniciales para así poderse iniciar un nuevo ciclo.
S2 y S3 son estados metaestables, particularmente en ausencia o deficiencia de luz, pudiendo decaer el sistema a S0, lo que hace que el poder oxidante acumulado se pierda.
La secuencia presentada se basa en un modelo de oxidación de “valencia alta” (High valence), caracterizada por átomos de Mn en estados de oxidación III y IV.
Este modelo presupone en la etapa S4, previa la formación del enlace O-O, la oxidación de un átomo de Mn a un estado V, estado energéticamente extremo, difícil de explicar bajo el modelo de Lewis y en conflicto con algunos datos espectroscópicos experimentales.
Una segunda alternativa se basa en un modelo de bajo potencial (Low potential), en el que no es necesario recurrir a estados de oxidación extremos y donde la energía adicional es resuelta mediante Radicales Oxyl (O.), Puentes Oxo deprotonados y Oxidación centrada en ligandos, y no en los átomos de Mn.
Bajo este modelo, el manganeso Mn1 participa en S0 con un estado de oxidación II , y en general, a lo largo de todo el ciclo, los estados de oxidación del core son menores que los del modelo de potencial alto, ver Fig 15.
Este modelo explica de mejor manera el ciclo, no es necesario recurrir a estados energéticos extremos, pero por otro lado el hecho de manejar menores potenciales de oxidación abre interrogantes sobre la capacidad de oxidación del agua.
Para concluir, la sinergia bioquímica resultante de combinar los fotosistemas PSII y PSI en una única maquinaria fotosintética fuertemente oxidante y a la vez fuertemente reductora, sumado al desarrollo de un novedoso complejo bioquímico diseñado para extraer electrones del agua, permitió que toda una nueva propuesta bioquímica, la de las formas de vida aerobia, conquistara el planeta en una explosión evolutiva que aún hoy, después de 2,500 millones de años, nos acompaña.
Lidiar con el oxígeno, sin embargo, no ha sido tarea fácil para la vida, e incluso la maquinaria fotosintética que lo liberó por primera vez debe lidiar con él.
Los mecanismos de protección ROS, y en general las rutas de control diseñadas para proteger la maquinaria fotosintética, serán el tema de la próxima lectura.
Las bacterias verdes del azufre son un grupo bacteriano Gram (-) fotolitoautótrofo metabólicamente especialista, pertenenecen a la clase Chlorobia, Phyllum Bacteroidotas, caracterizadas por ser anaerobias estrictas .
Propias de ambientes anóxicos en fondos de lagos con alto contenido de azufre, utilizan H2S y en menor medida tiosulfatos y So elemental como donores de electrones, carecen del ciclo reductor de Calvin-Benson, en reemplazo fijan CO2 mediante el ciclo reverso del ácido tricarboxílico.
Su aparato fotosintético contiene complejos antena altamente eficientes denominados clorosomas, los cuales les permiten prosperar a bajísimas intensidades de luz, siendo de hecho el grupo fotosintetizador con menores requerimientos de energía lumínica reportado a la fecha.
Este grupo bacteriano utiliza el centro de reacción RC para producir reductantes fuertes, ATP y NADPH, mediante la oxidacion de los compuestos del azufre anteriormente mencionados.
Para activar la cadena de transporte de electrones, RC contiene como cofactor prostético un par de bacterioclorofilas BChla exitable a 840 nm, que les permite pasar de un estado GND un estado exitado P840*, ver Fig. 1.
Figura 1. Potenciales REDOX en la cadena ETC de las bacterias verdes del azufre.
P840 es indispensable para:
Recepción de energía lumínica proveniente de los complejos antena
Separación de cargas
Transferencia de electrones a clusters de proteinas-ferrodoxinas Fe–S, a niveles de energía mucho menores (mas negativos) que los requeridos por las quinonas de bacterias púrpura, lo que permite reducir directamente NAD+.
ETC transfiere la energía desde el par BChla exitado hacia FeSA/B, y finalmente a ferrodoxinas Fd citoplasmáticas altamente reductoras, (514-584 mV) , lo que proporciona potenciales suficientes para reducir NADP + vía ferrodoxina/NADP+ oxidoreductasa, lo que habilita las cadenas memtabólicas responsables de la fijación de carbono.
En cuanto a la síntesis de ATP, a la fecha no hay claridad sobre la ruta responsable de generación de la PMF requerida para la activación de ATP synthase.
En primer lugar, en la cadena de transporte de electrones no participan de manera directa quinonas, y solo menaquinona MK7 está presente en lo que prodría definirse como pool de quinonas.
Por otro lado, a pesar de que GSB contiene genes codificantes de Cyt b y Rieske Fe/S (PetB y PetC respectivamente), no ha sido descrito a la fecha genoma codificador de Cyt c1 y Cyt f , de manera que una ruta cíclica equivalente a la vía Cyt bc1 de bacterias púrpura no ha sido demostrada para GSB. El rol de Cyt b y Rieske Fe/S en el complejo es sujeto de investigación.
De manera alterna, es posible que la acción combinada de ferredoxina como agente reductor de MK7 y NADP deshidrogenasa como fuente de protones, ver Fig.2., permita generar MKOH, de modo que la translocación de protones en una etapa oxidativa subsiguiente de MKOH -> MK7 para síntesis de ATP pueda ocurrir . La reducción de MK7 puede tambien provenir de FeS o la fuente de electrones del sistema. Independiente del agente reductor, no ha sido posible caracterizar complejos oxidantes de MKOH que soporten la teoría, así que la ruta de generación de PMF y retorno de electrones al sistema en alguna vía alterna a Cytc1-Cyt C soluble también está por aclararse. En la Fig 2., las líneas punteadas representan rutas probables no demostradas.
Figura 2. Diagrama de flujo de las probables rutas fotosintéticas en GSB, incluyendo consumo de NADPH para síntesis de ATP. Líneas punteadas indican rutas no demostradas.
Para complementar el tema, la Fig 3 describe la ruta de síntesis de NADPH en bacterias púrpura mediante el consumo de ATP.
Figura 3. Diagrama de flujo de la síntesis de NADPH a partir de consumo de ATP en bacterias ´púrpura
En resumen, mientras que en bacterias púrpura, debido a su naturaleza débilmente reductora, se hace necesario “invertir” parte del ATP producido para sintetizar NADPH, en GSB, dada su naturaleza fuertemente reductora pero débilmente oxidante, una fracción de NADPH es la que se debe utilizar durante la síntesis de ATP.
Puesto que la incorporación de carbono a partir de CO2 depende de la disponibilidad tanto de NADPH como de ATP en las rutas reductoras (Ciclo de Calvin-Benson y TCA Reverso, entre otros) , y puesto que parte de estos agentes debe ser direccionado hacia la síntesis de los mismos, los aparatos fotosintéticos de Bacterias púrpura y GSB tienen en común una eficiencia limitada. La situación en bacterias púrpura y GSB recuerda la paradoja de la serpiente, quien para sobrevivir, requiere alimentarse de sí misma.
Figura 4. Paradoja de la serpiente
Hace unos 2,000 millones de años, en un proceso de endosimbiosis bioquímica, dos grupos bacterianos, con rutas bioquímicas similares a las mencionadas, fusionaron de alguna manera sus maquinarias fotosintéticas dando origen a un único complejo fuertemente oxidante, fuertemente reductor, lo que por un lado eliminó la necesidad de consumo de productos reductores para síntesis de sí mismos, y por otro lado habilitó la utilización de H2O como una nueva e ilimitada fuente de electrones.
Las consecuencias de dicha convergencia evolutiva marcaron un punto de inflexión en la vida en el planeta, pero esto será tema para las próximas lecturas.
Finalmente, y para cerrar la lectura, la figura 5 desribe de manera resumida el aparato fotosintético en GSB.
Figura 5. Aparato fotosintético en bacterias verdes del azufre
La “Fosforilación oxidativa” corresponde al proceso de captura de energía por parte de los organismos con respiración celular aerobia, incluyendo eucariotas (plantas, animales, hongos y protistas) y procariotas (bacterias y arqueas aerobias).
El término “Fosforilación oxidativa” resume de la mejor manera su función: “Fosforilación”, como objetivo, pues se trata de una maquinaria orientada a ACUMULARENERGÍA representada por radicales en ATP, y por otro lado “Oxidativa”, como requisito, pues la maquinaria opera mediante la oxidación (o extración de energía) de las coenzimas NADH y FDH2 procendentes del ciclo del Ácido Tricarboxílico (TCA) .
TCA a su vez opera como un intermediario en el tránsito de energía entre moléculas ricas en energía (carbohidratos y ácidos grasos) y la maquinaria fosforilativa.
PROCESO
La glucosa, donador principal de energía a la maquinaria fosforilativa, ingresa a la célula por dos vías:
1. A favor de gradiente (Difusión Facilitada) , sin requerirse ATP en el proceso, mediante transportadores de glucosa (GLUT).
2. En contra de gradiente (Trasporte Activo Secundario) mediante transportadores SGLT (Sodium-Glucose Linked Transporter), aprovechando las bombas Na⁺/K⁺ .
La familia de transportadores GLUT comprende 14 proteinas 12-transmembrana, GLUT1 a GLUT14, agrupadas en tres clases, todas con las terminales N y C expuestas al citoplasma.
El transportador GLUT4, en particular, es regulado por la insulina, cuya presencia en el torrente sanguineo inicia un proceso de transducción de señal que al completarse permite que GLUT-4 (almacenado en vesículas libres) se incorpore a la membrana celular para cumplir su función de transporte de glucosa hacia el citosol.
La regulación de glucosa por la insulina se sale de los objetivos de la presente lectura, pero definitivamente justifica un lectura aparte.
En el citosol, por la ruta de la glicólisis, cada molécula de glucosa es convertida en dos moléculas de Piruvato, las cuales ingresan a la mitocondria, también mediante difusión facilitada, con la participación de una proteína especializada presente en la membrana interna mitocondrial denominada MPC (Mitochondrial Pyruvate Carrier).
Finalmente, al interior de la mitocondria, el Piruvato cede su radical Acetil a la Coenzima A (CoA) mediante la enzima Piruvato-deshidrogenasa, lo que permite generar Acetil-Coenzima A (ACoA), molécula que activa el ciclo del ácido tricarboxílico o ciclo de Krebs. ACoA también es generado por radicales acil provenientes de la Beta-Oxidación de ácidos grasos, los cuales ingresan a la mitocondria en forma de Acil-Carnitina.
ACoA incorpora los dos carbonos del radical acil al oxaloacetato para regenerar citrato, lo que de paso define el nombre alterno del TCA (Ciclo del ácido cítrico).
TCA existe con el propósito fundamental de abastecer de combustible a la cadena fosforilativa en forma de FADH2 y NADH. Por cada molécula de glucosa se producen seis moléculas de NADH, dos de FADH2 y dos moléculas de GTP.
La maquinaria responsable de la fosforilación oxidativa (activada por NADH y FADH2) comprende cuatro complejos bioquímicos, numerados I a IV, los cuales tienen como función en conjunto generar un gradiente protónico entre la matriz y el espacio intermembrana de la mitocondria. Este gradiente a su vez alimenta la ATP Synthasa, lo que permite acumular energía en forma de ATP, de manera similar a como lo hacen los complejos fotofosforilativos en los organismos fotosintetizadores y a la fosforilación quimiosmótica propia de algunas bacterias y arqueas anaerobias (E. coli, desulfovibrio y arqueas metanógenas).
COMPELEJO I: NADH-UBIQUINONA OXIDOREDUCTASA
Encargado de la captura de energía almacenada en NADH, bombea cuatro iones H+ por cada molécula de NADH que ingresa al complejo. En el bombeo iónico participan numerosas moléculas de agua precisamente dispuestas al interior de las subunidades proteicas transmembrana PD y PP. (subunidades Distal y proximal transmembrana respectivamente), si bién su participación y manera de acción no está bién entendida.
El bombeo de protones contra gradiente es habilitado mediante una cadena de transporte de electrones (ETC) en el sentido NADH -> Ferredoxinas -> Ubiquinona , culminando con la reducción de la Ubiquinona y exportación de la misma en forma de Ubiquinol al pool de quinonas.
COMPLEJO II: SUCCINATO-UBIQUINONA OXIDOREDUCTASA
Es el único de los cuatro complejos que no realiza transporte de protones desde la matriz hacia el espacio intermembrana. De igual manera, único complejo intimamente Ligado al TCA, concretamente en la etapa de oxidación de Succinato a Fumarato, reduciendo FAD a FADH2, lo que activa una cadena de transporte de electrones en el sentido FADH2 -> Ferrredoxinas -> Heme -> Ubiquinona, las cuales finalmente son exportadas al pool de quinonas en su forma reducida.
COMPLEJO III: CITOCROMO bc1
Aceptor de las quinonas reducidas exportadas por los complejos I y II, captura los electrones del ubiquinol liberando 2 H+ por molécula los cuales se exportan al espacio intermembrana contribuyendo al gradente protónico (PMF).
Citocromo bc1 , al igual que b6f en los complejos fotosintéticos, enruta el primer electrón producto de la oxidación de la molécula de ubiquinol hacia una cadena de transporte de electrones compuesta por dos hemes BL -> BH para en el sitio Qi reducir parcialmente una molécula oxidada UQ2+ -> UQ+ . El segundo electrón es enrutado hacia el complejo Rieske proximal al espacio intermembrana, de allí a Cyt c1 y finalmente al cyt c soluble que se mueve hacia el complejo IV. El proceso reductor se repite para reducir completamente la ubiquinona parcialmente reducida UQ+ -> UQ2+ permitiendo regenerar en el pool de quinonas el primer ubiquinol extraído.
COMPLEJO IV: CITOCROMO C OXIDASA
Responsable del destino final de los electrones producto de las cadenas ETC de la maquinaria fosforilativa, produce agua a partir de O2 y H+ presentes en la matriz mitocondrial.
El complejo IV contribuye al PMF por dos vías: Por un lado consumiendo H+ en la matriz mitocondrial, y por otro lado transportando activamente H+ de la matriz hacia el espacio intermembrana, proceso mediado por su propia cadena ETC .
El complejo IV contiene dos centros de cobre:
Centro CuA: Contiene dos iones de cobre, siendo responsable de recibir los electrones provenientes de CytC, para luego transferirlos al centro catalítico CuB del complejo.
Centro CuB: Contiene un ión de cobre, que junto con un Heme a3 recibe los electrones de CuA para reducir completamente O2 a H2O evitando de paso que los electrones libres formen especies reactivas de oxígeno.
ATP SYNTHASE
Aunque técnicamente no forma parte del aparato fosforilativo, este complejo es el encargado de aprovechar el gradiente protónico para sintetizar ATP a partir de ADP, propósito único de la fosforilación oxidativa.
ATP Sintasa es una verdadera máquina ensambladora rotativa de tres tiempos: Admisión -> Compresión -> Expulsión, con sus centros activos separados 120° entre sí, utiliza para la rotación el gradiente protónico H+ generado por el aparato fosforilativo.
En algunas bacterias marinas anaerobias halófilas, propias de ambientes muy alcalinos, donde H+ no puede operar, ATP Sintasa utiliza de manera alternativa Na+ para generar la rotación requerida para la síntesis de ATP.
Andeantrees 