Energía y vida – Andeantrees

XI. FOTOSÍNTESIS EN BACTERIAS VERDES DEL AZUFRE (GSB)

Las bacterias verdes del azufre son un grupo bacteriano Gram (-) fotolitoautótrofo metabólicamente especialista, pertenenecen a la clase Chlorobia, Phyllum Bacteroidotas, caracterizadas por ser anaerobias estrictas .

Propias de ambientes anóxicos en fondos de lagos con alto contenido de azufre, utilizan H₂S y en menor medida tiosulfatos y S^o elemental como donores de electrones, carecen del ciclo reductor de Calvin-Benson, en reemplazo fijan CO₂ mediante el ciclo reverso del ácido tricarboxílico.

Su aparato fotosintético contiene complejos antena altamente eficientes denominados clorosomas, los cuales les permiten prosperar a bajísimas intensidades de luz, siendo de hecho el grupo fotosintetizador con menores requerimientos de energía lumínica reportado a la fecha.

Este grupo bacteriano utiliza el centro de reacción RC para producir reductantes fuertes, ATP y NADPH, mediante la oxidacion de los compuestos del azufre anteriormente mencionados.

Para activar la cadena de transporte de electrones, RC contiene como cofactor prostético un par de bacterioclorofilas BChl_a exitable a 840 nm, que les permite pasar de un estado GND un estado exitado P840*, ver Fig. 1.

Figura 1. Potenciales REDOX en la cadena ETC de las bacterias verdes del azufre.

P840 es indispensable para:

Recepción de energía lumínica proveniente de los complejos antena
Separación de cargas
Transferencia de electrones a clusters de proteinas-ferrodoxinas Fe–S, a niveles de energía mucho menores (mas negativos) que los requeridos por las quinonas de bacterias púrpura, lo que permite reducir directamente NAD⁺.

ETC transfiere la energía desde el par BChl_a exitado hacia FeS_A/B, y finalmente a ferrodoxinas Fd citoplasmáticas altamente reductoras, (514-584 mV) , lo que proporciona potenciales suficientes para reducir NADP ⁺ vía ferrodoxina/NADP⁺ oxidoreductasa, lo que habilita las cadenas memtabólicas responsables de la fijación de carbono.

En cuanto a la síntesis de ATP, a la fecha no hay claridad sobre la ruta responsable de generación de la PMF requerida para la activación de ATP synthase.

En primer lugar, en la cadena de transporte de electrones no participan de manera directa quinonas, y solo menaquinona MK7 está presente en lo que prodría definirse como pool de quinonas.

Por otro lado, a pesar de que GSB contiene genes codificantes de Cyt b y Rieske Fe/S (PetB y PetC respectivamente), no ha sido descrito a la fecha genoma codificador de Cyt c₁ y Cyt f , de manera que una ruta cíclica equivalente a la vía Cyt bc1 de bacterias púrpura no ha sido demostrada para GSB. El rol de Cyt b y Rieske Fe/S en el complejo es sujeto de investigación.

De manera alterna, es posible que la acción combinada de ferredoxina como agente reductor de MK7 y NADP deshidrogenasa como fuente de protones, ver Fig.2., permita generar MKOH, de modo que la translocación de protones en una etapa oxidativa subsiguiente de MKOH -> MK7 para síntesis de ATP pueda ocurrir . La reducción de MK7 puede tambien provenir de FeS o la fuente de electrones del sistema. Independiente del agente reductor, no ha sido posible caracterizar complejos oxidantes de MKOH que soporten la teoría, así que la ruta de generación de PMF y retorno de electrones al sistema en alguna vía alterna a Cytc1-Cyt C soluble también está por aclararse. En la Fig 2., las líneas punteadas representan rutas probables no demostradas.

Figura 2. Diagrama de flujo de las probables rutas fotosintéticas en GSB, incluyendo consumo de NADPH para síntesis de ATP. Líneas punteadas indican rutas no demostradas.

Para complementar el tema, la Fig 3 describe la ruta de síntesis de NADPH en bacterias púrpura mediante el consumo de ATP.

Figura 3. Diagrama de flujo de la síntesis de NADPH a partir de consumo de ATP en bacterias ´púrpura

En resumen, mientras que en bacterias púrpura, debido a su naturaleza débilmente reductora, se hace necesario “invertir” parte del ATP producido para sintetizar NADPH, en GSB, dada su naturaleza fuertemente reductora pero débilmente oxidante, una fracción de NADPH es la que se debe utilizar durante la síntesis de ATP.

Puesto que la incorporación de carbono a partir de CO2 depende de la disponibilidad tanto de NADPH como de ATP en las rutas reductoras (Ciclo de Calvin-Benson y TCA Reverso, entre otros) , y puesto que parte de estos agentes debe ser direccionado hacia la síntesis de los mismos, los aparatos fotosintéticos de Bacterias púrpura y GSB tienen en común una eficiencia limitada. La situación en bacterias púrpura y GSB recuerda la paradoja de la serpiente, quien para sobrevivir, requiere alimentarse de sí misma.

Figura 4. Paradoja de la serpiente

Hace unos 2,000 millones de años, en un proceso de endosimbiosis bioquímica, dos grupos bacterianos, con rutas bioquímicas similares a las mencionadas, fusionaron de alguna manera sus maquinarias fotosintéticas dando origen a un único complejo fuertemente oxidante, fuertemente reductor, lo que por un lado eliminó la necesidad de consumo de productos reductores para síntesis de sí mismos, y por otro lado habilitó la utilización de H2O como una nueva e ilimitada fuente de electrones.

Las consecuencias de dicha convergencia evolutiva marcaron un punto de inflexión en la vida en el planeta, pero esto será tema para las próximas lecturas.

Finalmente, y para cerrar la lectura, la figura 5 desribe de manera resumida el aparato fotosintético en GSB.

Figura 5. Aparato fotosintético en bacterias verdes del azufre

FOSFORILACIÓN OXIDATIVA

La “Fosforilación oxidativa” corresponde al proceso de captura de energía por parte de los organismos con respiración celular aerobia, incluyendo eucariotas (plantas, animales, hongos y protistas) y procariotas (bacterias y arqueas aerobias).

El término “Fosforilación oxidativa” resume de la mejor manera su función: “Fosforilación”, como objetivo, pues se trata de una maquinaria orientada a ACUMULAR ENERGÍA representada por radicales en ATP, y por otro lado “Oxidativa”, como requisito, pues la maquinaria opera mediante la oxidación (o extración de energía) de las coenzimas NADH y FDH₂ procendentes del ciclo del Ácido Tricarboxílico (TCA) .

TCA a su vez opera como un intermediario en el tránsito de energía entre moléculas ricas en energía (carbohidratos y ácidos grasos) y la maquinaria fosforilativa.

PROCESO

La glucosa, donador principal de energía a la maquinaria fosforilativa, ingresa a la célula por dos vías:

1. A favor de gradiente (Difusión Facilitada) , sin requerirse ATP en el proceso, mediante transportadores de glucosa (GLUT).

2. En contra de gradiente (Trasporte Activo Secundario) mediante transportadores SGLT (Sodium-Glucose Linked Transporter), aprovechando las bombas Na⁺/K⁺ .

La familia de transportadores GLUT comprende 14 proteinas 12-transmembrana, GLUT1 a GLUT14, agrupadas en tres clases, todas con las terminales N y C expuestas al citoplasma.

El transportador GLUT4, en particular, es regulado por la insulina, cuya presencia en el torrente sanguineo inicia un proceso de transducción de señal que al completarse permite que GLUT-4 (almacenado en vesículas libres) se incorpore a la membrana celular para cumplir su función de transporte de glucosa hacia el citosol.

La regulación de glucosa por la insulina se sale de los objetivos de la presente lectura, pero definitivamente justifica un lectura aparte.

En el citosol, por la ruta de la glicólisis, cada molécula de glucosa es convertida en dos moléculas de Piruvato, las cuales ingresan a la mitocondria, también mediante difusión facilitada, con la participación de una proteína especializada presente en la membrana interna mitocondrial denominada MPC (Mitochondrial Pyruvate Carrier).

Finalmente, al interior de la mitocondria, el Piruvato cede su radical Acetil a la Coenzima A (CoA) mediante la enzima Piruvato-deshidrogenasa, lo que permite generar Acetil-Coenzima A (ACoA), molécula que activa el ciclo del ácido tricarboxílico o ciclo de Krebs. ACoA también es generado por radicales acil provenientes de la Beta-Oxidación de ácidos grasos, los cuales ingresan a la mitocondria en forma de Acil-Carnitina.

ACoA incorpora los dos carbonos del radical acil al oxaloacetato para regenerar citrato, lo que de paso define el nombre alterno del TCA (Ciclo del ácido cítrico).

TCA existe con el propósito fundamental de abastecer de combustible a la cadena fosforilativa en forma de FADH2 y NADH. Por cada molécula de glucosa se producen seis moléculas de NADH, dos de FADH₂ y dos moléculas de GTP.

La maquinaria responsable de la fosforilación oxidativa (activada por NADH y FADH₂) comprende cuatro complejos bioquímicos, numerados I a IV, los cuales tienen como función en conjunto generar un gradiente protónico entre la matriz y el espacio intermembrana de la mitocondria. Este gradiente a su vez alimenta la ATP Synthasa, lo que permite acumular energía en forma de ATP, de manera similar a como lo hacen los complejos fotofosforilativos en los organismos fotosintetizadores y a la fosforilación quimiosmótica propia de algunas bacterias y arqueas anaerobias (E. coli, desulfovibrio y arqueas metanógenas).

COMPELEJO I: NADH-UBIQUINONA OXIDOREDUCTASA

Encargado de la captura de energía almacenada en NADH, bombea cuatro iones H⁺ por cada molécula de NADH que ingresa al complejo. En el bombeo iónico participan numerosas moléculas de agua precisamente dispuestas al interior de las subunidades proteicas transmembrana PD y PP. (subunidades Distal y proximal transmembrana respectivamente), si bién su participación y manera de acción no está bién entendida.

El bombeo de protones contra gradiente es habilitado mediante una cadena de transporte de electrones (ETC) en el sentido NADH -> Ferredoxinas -> Ubiquinona , culminando con la reducción de la Ubiquinona y exportación de la misma en forma de Ubiquinol al pool de quinonas.

COMPLEJO II: SUCCINATO-UBIQUINONA OXIDOREDUCTASA

Es el único de los cuatro complejos que no realiza transporte de protones desde la matriz hacia el espacio intermembrana. De igual manera, único complejo intimamente Ligado al TCA, concretamente en la etapa de oxidación de Succinato a Fumarato, reduciendo FAD a FADH2, lo que activa una cadena de transporte de electrones en el sentido FADH2 -> Ferrredoxinas -> Heme -> Ubiquinona, las cuales finalmente son exportadas al pool de quinonas en su forma reducida.

COMPLEJO III: CITOCROMO bc1

Aceptor de las quinonas reducidas exportadas por los complejos I y II, captura los electrones del ubiquinol liberando 2 H⁺ por molécula los cuales se exportan al espacio intermembrana contribuyendo al gradente protónico (PMF).

Citocromo bc₁ , al igual que b6f en los complejos fotosintéticos, enruta el primer electrón producto de la oxidación de la molécula de ubiquinol hacia una cadena de transporte de electrones compuesta por dos hemes B_L -> B_H para en el sitio Q_i reducir parcialmente una molécula oxidada UQ²⁺ -> UQ⁺ . El segundo electrón es enrutado hacia el complejo Rieske proximal al espacio intermembrana, de allí a Cyt c1 y finalmente al cyt c soluble que se mueve hacia el complejo IV. El proceso reductor se repite para reducir completamente la ubiquinona parcialmente reducida UQ⁺ -> UQ²⁺ permitiendo regenerar en el pool de quinonas el primer ubiquinol extraído.

COMPLEJO IV: CITOCROMO C OXIDASA

Responsable del destino final de los electrones producto de las cadenas ETC de la maquinaria fosforilativa, produce agua a partir de O₂ y H⁺ presentes en la matriz mitocondrial.

El complejo IV contribuye al PMF por dos vías: Por un lado consumiendo H⁺ en la matriz mitocondrial, y por otro lado transportando activamente H⁺ de la matriz hacia el espacio intermembrana, proceso mediado por su propia cadena ETC .

El complejo IV contiene dos centros de cobre:

Centro CuA: Contiene dos iones de cobre, siendo responsable de recibir los electrones provenientes de CytC, para luego transferirlos al centro catalítico CuB del complejo.
Centro CuB: Contiene un ión de cobre, que junto con un Heme a₃ recibe los electrones de CuA para reducir completamente O2 a H₂O evitando de paso que los electrones libres formen especies reactivas de oxígeno.

ATP SYNTHASE

Aunque técnicamente no forma parte del aparato fosforilativo, este complejo es el encargado de aprovechar el gradiente protónico para sintetizar ATP a partir de ADP, propósito único de la fosforilación oxidativa.

ATP Sintasa es una verdadera máquina ensambladora rotativa de tres tiempos: Admisión -> Compresión -> Expulsión, con sus centros activos separados 120° entre sí, utiliza para la rotación el gradiente protónico H⁺ generado por el aparato fosforilativo.

En algunas bacterias marinas anaerobias halófilas, propias de ambientes muy alcalinos, donde H⁺ no puede operar, ATP Sintasa utiliza de manera alternativa Na⁺ para generar la rotación requerida para la síntesis de ATP.

VI. ORBITALES MOLECULARES Y EXITACIÓN ELECTRÓNICA

Antes de abordar el tema de pigmentos fotosintéticos, es conveniente revisar la estructura atómica y molecular del carbono.

La Figura 1 ilustra de manera gráfica la distribución electrónica y los niveles de energía de los orbitales atómicos en el estado Ground y en los estados exitados sp³, sp² y sp.

Estado exitado sp³ : Los cuatro electrones porvenientes de los orbitales 2s y 2p se hibridizan en un nivel equipotente de energía intermedio entre los niveles 2s y 2p, conduciendo a cuatro electrones sp³ separados espacialmente 109,5° formando un tetraedro regular.
Estado sp² : Tres de los cuatro electrones se hibridizan de manera planar, separados 120° entre sí, quedando libre de hibridación el electrón 2p_z cuya distribucion de probabilidad es perpendicular al plano sp³.
Estado sp: , Solo dos electrones se hibridizan y sus distribuciones de probabilidad se ubican sobre el eje x. En este caso, los dos electrones, 2p_y y 2p_z se distribuyen a 90° entre sí en un plano perpendicular al eje x.

Figura 1. Orbitales atómicos Ground y exitados del átomo de carbono.

En los pigmentos fotosintéticos, Enlaces C=C alternan con enlaces C-C , sea de manera lineal (carotenos) o en anillo (clorofilas), formando lo que se denomina enlaces conjugados. Los enlaces C=C corresponden al estado exitado sp² , en el que participan dos electrones: uno de los tres electrones híbridos sp2 y el electrón 2p_z, ver Figura 2. Los dos electrones sp² se alinean sobre un mismo eje, conformando un orbital molecular σ, mientras que los electrones 2p_z se alinean de manera paralela, conformando un orbital molecular π.

Figura 2. Orbitales moleculares para un enlace C-C correspondiente a sp²

Dependiendo del estado de fase, dos tipos de enlaces σ pueden presentarse: Bond, con funciones de onda en fase, y Antibond, con las funciones de onda desfasadas 180° entre sí, ver Fig 3.

Figura 3. Orbitales moleculares σ y σ* , Bond y Antibond, dependiendo de los estados de fase de los electrones participantes..

Orbitales moleculares tipo σ y σ* ocurren también entre orbitales atómicos p_x, ver Fig 4, mientras que p_y y p_z interactuan de manera paralela conformando orbitales moleculares π y π*, ver Fig.5.

Figura 4. Orbitales moleculares σ y σ* entre orbitales atómicos P_x

Figura 5. Orbitales moleculares π y π* entre orbitales atómicos p_y – p_y y p_z-p_z

La figura 6 describe los niveles de energía de los orbitales moleculares correspondientes a los elementos del grupo 2 de la tabla periódica.

Figura 6. Niveles de energía de los Orbitales moleculares para los elementos del grupo 2 de la tabla periódica.

Partiendo de los niveles de orbitales moleculares especificados en la fig.6., se dpuede definir el diagrama orbital molecular (MO Diagram) correspondiente al enlace C=C presente en los enlaces conjugados de los pigmentos fotosintéticos; ver Fig 7.

Figura 7. Diagrama orbital molecular (MO Diagram) para el enlace C=C en estado Ground

HOMO – LUMO

Los términos HOMO / LUMO hacen referencia a los orbitales “Highest Occupied Molecular Orbital” y “Lowest Unoccupied Molecular Orbital”, que, para el caso del enlace C=C especificado en la Fig.7., corresponden a los orbitales moleculares π y π*, respectivamente.

Se mencionó anteriormente que el orbital molecular π es un orbital “Bonding” en el cual las funciones de onda de los electrones que participan están en fase, ver Fig.5., mientras que π* es un enlace “Antibonding” , en desfase de 180°.

Cuando un fotón incide sobre un electrón π con un energía exactamente igual a la diferencia entre los niveles de energía (π* – π), en electrón se exita pasando del nivel π al π* , esto es, de HOMO a LUMO, ver Figura 8.

Figura 8. Diagrama orbital molecular (MO Diagram) para el enlace C=C en estado exitado

Los diagramas propuestos por Richard Feynman describen de una manera elegante la interacción fotón-electron, aplicable a los pigmentos fotosintéticos, ver Fig 9.

Figura 9. Diagrama de Feynman correspondiente a l salto de energía de un electrón π ground (HOMO) a su estado exitado π* (LUMO)

La exitación electrónica HOMO-LUMO de π a π* es el fenómeno natural al cual la vida a travez de la fotosíntesis ha recurrido para aprovechar la energía solar, con el único propósito de mantener su estructura y función orgánica, lo que viene a ser el motor mismo de la vida en nuestro planeta.

ESTADOS TRIPLETE Y SINGLETE

En adición a la energía de exitación inherente al tránsito HOMO-LUMO del electrón (π -> π*) , el momento angular del electron, denotado por S, o Spín, juega igualmente un rol importante en la captura de energía y relajación en los procesos fotosintéticos.

El Spin es un número cuántico inherente a las partículas que conforman el universo. En el caso de los fermiones, a los cuales pertenece el electrón, su valor siempre es S=1/2, y su proyección sobre el eje z, o s_z , puede tomar los valores +1/2 (up ↑) y -1/2 (down ↓).

Matemáticamente,

{\displaystyle S_{z}={\frac {\hbar }{2}}\sigma _{z}={\frac {\hbar }{2}}{\begin{bmatrix}1&0\\0&-1\end{bmatrix}}}

Los dos eigenvalues de S_z, ${\textstyle \pm {\frac {1}{2}}\hbar }$ , corresponden a los siguientes eigenspinors:

{\displaystyle \chi _{+}={\begin{bmatrix}1\\0\end{bmatrix}}=\left\vert {s_{z}{=}{+\textstyle {\frac {1}{2}}}}\right\rangle =|{\uparrow }\rangle =|0\rangle }

{\displaystyle \chi _{-}={\begin{bmatrix}0\\1\end{bmatrix}}=\left\vert {s_{z}{=}{-\textstyle {\frac {1}{2}}}}\right\rangle =|{\downarrow }\rangle =|1\rangle .}

Para un sistema conformado por dos electrones, hay dos estados de importancia en los procesos fotosintéticos:

Estado triplete: Comprende tres estados antisimetricos con spin total S=1

Componentes: m_s=+1 , m_s = 0 , m_s −1, donde

∣T1⟩=∣↑↑⟩

∣T0⟩=1/√2 (∣↑↓⟩+∣↓↑⟩)

∣T−1⟩=∣↓↓⟩

Estado singlete (S = 0): Estado simétrico con spin total S=0 .

Componente único : ms=0, donde

∣S⟩=1/√2(∣↑↓⟩−∣↓↑⟩)

Por regla general, para dos electrones en el mismo sistema, el estado singlete (estado simétrico) suele tener mayor energía que el estado triplete, debido principalemente a que un estado simétrico permite mayor cercanía entre el par de electrones que en estados antisimétricos, lo que aumenta la repulsión coloumbiana.

En la fotosíntesis y otros fenómenos bioquímicos, una e las estrategias de de-exitación se conoce como Inter-System Crossing, ISC. Electrones pueden pasar de estados Singlete de alta energía a estados triplete de menor energía, ver Fig. 10, como un paso intermedio para retorno a GND.

Figura 10. IC – ISC como rutas de De-exitación no radativa.

ENLACES CONJUGADOS

Como se mencionó, cadenas y anillos con alternancia de enlaces simples ( σ) y dobles (σπ) se denominan enlaces conjugados. ver Fig.11. En este tipo de arreglos, los electrones π se deslocalizan, lo que otorga una gran estabilidad a la molécula a mas de ser fenómeno base de sus propiedades resonantes.

La diferencia de energía (π* – π) en los pigmentos fotosintéticos depende de numerosos factores, intramoleculares e intermoleculares. Los enlaces conjugados, como parte de la estructura molecular, definen en buena medida el valor de dicha diferencia .

Figura 11. Estructura molecular de la porfirina, con un anillo conformado por 9 enlaces σπ alternando con 9 enlaces σ.

A mayor número de enlaces conjugados por pigmento menor la distancia energética (π* – π), lo que se traduce, en pigmentos fotosintéticos, a absorber fotones a menores energías, tan bajas como el infrarrojo cercano.

Cada grupo biológico dependiente de la fotosíntesis tiene su entorno característico, con una luminosidad característica, lo que implica que la maquinaria fotosintética debe sintonizarse con la fuente de energía disponible. El ajuste de la diferencia HOMO-LUMO es la herramienta base para dicha sintonización.

No quisiera cerrar esta lectura sin mencionar a un personaje que de una u otra manera entendió la importancia de la luz en el universo.

Me refiero al faraón Akhenaton, uno de los últimos faraones de la dinastía XVIII, quien en medio de un gobierno teocrático politeista se atrevió a implementar, por primera vez en la historia de la humanidad, el monoteismo en su reino. Así, el culto a Ra, el dios sol, se convirtió en el centro de la religión durante su regencia . Esta “herejía”, opuesta al zoológico de dioses defendidos por los sacerdotes de la época, marcó el principio del fín de su dinastía, quedando sin embargo “grabado en piedra” para la posteridad su aporte al reconocimiento del papel de la energía electromagnética, entiendase Ra, sol, luz o fotón, en la vida y evolución de nuestro planeta.

Obviamente, tras Akhenaton vinieron aportes menos religiosos y más científicos, dentro de los que cabe resaltar los aportes de J.C. Maxwell, Max Plank , Albert Einstein y Richard Feynman, entre otros, pero eso debería ser tema para otras lecturas.

X. CLOROSOMA: ESTRUCTURA Y FUNCIÓN

Figura 1. Arreglo de pigmentos de una subunidad tubular en el cuerpo del Clorosoma de Bacterias verde sulfurosas

El clorosoma es el organelo responsable de la captura de energía lumínica en las maquinarias fotosintéticas de tres grupos de bacterias Gram (-) :

Bacterias Verdes Sulfurosas (GSB), representadas por el género Chlorobium ( C. tepidum), y los géneros Chlorobaculum, Prosthecocloris y Cloroherpeton.

Bacterias Fotótrofas Anoxigénicas Filamentosas (FAP), anteriormente bacterias verdes no sulfurosas, representadas por el género Chloroflexus (C. aurantiacus), y los géneros Roseiflexus, Oscilochloris, Heliothrix y Chloronema.

Acidobacterias, con un único género fotosintético descrito a la fecha, Chloroacidobacterium.

Equivalente en función a los complejos LHII y LHI de bacterias púrpura y a los Ficobilisomas de las Cyanobacterias, los clorosomas son los orgenelos responsables de capturar la energía lumínica y redireccionarla al centro de reacción RC donde la separación de cargas tiene lugar.

Los Clorosomas se diferencian de los demás complejos antena por su gran tamaño (formacilindrica de corte elipsoidal con una longitud entre 100 y 200 nm, 50 nm de anchura, 25 nm de altura), por la ausencia de una matriz proteica que de soporte y organización a los pigmentos fotosintéticos y por el elevado número de pigmentos por unidad (250,000 moléculas de bacterioclorofilas c, d y e por clorosoma).

En ausencia de la matriz proteica, los pigmentos se autoensamblan en agregados paracristalinos, ver Fig.1., lo que los hace objeto actual de investigación en nanotecnología (fotosíntesis artificial y electrónica molecular).

El compacto agregado de pigmentos fotosintéticos proporciona un acoplamiento exitónico intramolecular muy fuerte. Este elemento, sumado a la enorme cantidad de moléculas involucradas, son la base de la alta eficiencia en captura de energía lumínica, al punto que unos pocos fotones incidentes por pigmento por día le permiten a las bacterias prosperar en ambientes anóxicos de extremada baja luminosidad (hasta 100 metros de profundidad en el Mar Negro), siendo considerados a la fecha los más eficientes complejos antena encontrados en la naturaleza.

ANATOMÍA DEL CLOROSOMA

El clorosoma está conformado por un cuerpo, responsable directo de la captura de energía, una capa conectora base (Baseplate), y en el caso de GSB, una capa proteica especial, FMO, (Fenna-Matthews-Olson), responsable de transmitir la energía al centro de reacción RC, ver Fig.2.

Figura 2. Estructura general de un clorosoma

Los dos principales pigmentos presentes en el clorosoma corresponden a BChl c y BChl a , en cuerpo y baseplate respectivamente, ambos con un precursor común, Chlorophyllide a, pero con diferencias importantes en su estructura molecular como se ilustra en la fig 3 y en la tabla 1.

Figura 3. Pigmentos presentes en el clorosoma

Tabla 1. Características de los pigmentos mas representativos presentes en el clorosoma

Los pigmentos fotosintéticos responsables de la captura primaria de energía corresponden principalmente a bacterioclorofilas del tipo CBhl c, en un número entre 60,000 y 250,000 unidades por clorosoma, cantidad que depende de la especie y de la disponibilidad de energía lumínica del entorno. Chlorobium tepidum contiene entre 200 y 250 clorosomas, para un total de cerca de 50 millones de moléculas de BChl c, lo que equivale a cerca del 30% del carbono celular.

Al interior del cuerpo los pigmentos se autoensamblan en subunidades tubulares, ver Fig1., mediante enlaces de coordinación C-3¹OH-Mg, ver Fig 4; absorben energía a 750 nm y por resonancia de Förster y coherencia cuántica direccionan la misma a la Base plate a 795 nm .

Figura 3. Apilamiento de moléculas BChl C bajo una estructura “Parallel Stack”. Otros arreglos son posibles (Piggy-back dimer model, Anti-parallel monomer stack model y Syn-anti monomer stack model). Visitar: Photosynthesis Research · June 2013. DOI: 10.1007/s11120-013-9869-3 · Source: PubMed. Para todos los casos, un enlace de coordinación C-3¹OH-Mg es el elemento enlazante de la cadena. Para los demás arreglos,

El conjunto de tubulos está rodeado por una membrana monofosfolipídica de geometría cilíndrica y corte elipsoidal poblada de proteinas clorosómicas transmembrana (CSM) pertenecientes a las familias CsmA, CsmB/CsmF, CsmC/CsmD y CsmH/I,J,X. La función de estas proteínas es contribuir a la estabilización y organización estructural de los pigmentos, y en el caso de CSMJ protejer el sistema mediante disipación de energía lumínica (quenching ).

En adición a las bacterioclorofilas, el cuerpo contiene carotenos que participan en la captura y transmisión de energía, y quinonas , particularmente clorobiumquinona, que operan como agentes protectores quencher.

En cuanto a la capa basal del clorosoma, o Base Plate, está conformada por proteínas CSMA ligadas a la capa monofosfolipídica en una estructura paracristalina 2D. las proteínas a su vez contienen pigmentos BChl a y probablemente carotenos. Cada monómero de CSMA está compuesto por dos hélices alpha, donde la hélice N-Terminal (residuos 6-36) se encuentra inmersa en los lípidos mientras la hélice C-Terminal (residuos 41-49) se asocia a la proteina FMO.

Hélices Alpha de monómeros adjuntos establecen interacciones hidrofóbicas que favorecen conformaciones diméricas, las cuales son la base del arreglo molecular de la Base Plate.

Finalmente, la capa FMO, que conecta la Baseplate con en centro de reacción en bacterias verde sulfurosas, es un trímero proteico con simetría de orden 3, compuesto por monómeros idénticos, ver Fig 4.

Figura 4. Disposición de los monómeros CSMA en FMO de Chlorobaculum tepidum. Fuente: https://www.ks.uiuc.edu/Research/fmo/

Cada monomero de CSMA contiene en su interior siete bacterioclorofilas BChl a, ver Fig 5, aunque en Chlorobaculum tepidum y otras bacterias verdes sulfurosas se ha encontrado evidencia de una octava BChl a más débilmente ligada, que parece cumplir un papel de acoplamiento con la Baseplate. Estos pigmentos son los responsables finales del tránsito de energía desde el complejo antena hasta el centro de reacción.

Figura 5. Disposición de las BChl a al interior de los monómeros CSMA. Fuente: Energy-scales convergence for optimal and robust quantum transport in photosynthetic complexes. The Journal of Chemical Physics · April 2011. DOI: 10.1063/1.4856795

Para concluir, es de anotar que FMO fué el primer complejo proteina-pigmentos en ser estudiado y entendido. Gran parte de lo que se conoce hoy en día de la interacción entre pigmentos y proteinas proviene de los estudios de dicho complejo. FMO fué igualmente el primer caso en que se demostró la ocurrencia de coherencia cuántica como fenómeno fundamental en la transmisión de energía hacia el centro de reacción. FMO solo está presente en especies con centros de reacción tipo I, carcterizados por la presencia de ferredoxina como aceptor de electrones en la cadena de transporte de electrones ETC, tema que se tratará en las próximas lecturas.

IX. SOBRE EL CICLO DE CALVIN-BENSON Y EL PRINCIPIO DE MÍNIMA ACCIÓN

Figura 1. Vista 3D de la enzima Rubisco, responsable de la fijación de carbono en el ciclo de Calvin-Benson.

El ciclo de Calvin-Benson es de lejos el ciclo reductor mas importante en la naturaleza, presente en varios grupos bacterianos, algas y plantas superiores.

La manera más común de representar el ciclo se ilustra en la Fig 2.

Figura 2. Ilustración general del ciclo de Calvin-Benson

Varios elementos a resaltar:

Se trata de un ciclo reductor, responsable de la biosíntesis a partir de Gliceraldehido 3 fosfato (G3P) , mediante incorporación de CO₂, ruta característica y propia de los procesos fotosintéticos.
El ciclo requiere energía externa, en forma de ATP y NADPH
El ciclo comprende tres fases: Carboxilación, Reducción y Regeneración
Durante la fase de carboxilación, 3 moléculas de CO2 son incorporadas al ciclo, y en conjunto con 3 moléculas de H₂O y tres de Ribulosa 1-5 bifosfato se producen seis moléculas de 3-fosfoglicerato. En esta fase la enzima Rubisco (Ribulosa 1-5 bifosfato carboxilasa oxigenasa) es la responsable de la carboxilación.
En la fase reductora, seis moléculas de Gliceraldehido 3-fosfato (G3P) son sintetizadas a partir de igual número de moléculas de 1-3 bifosfoglicerato.
Finalmente, en la fase de regeneración, cinco de las seis G3P producidas previamente se destinan a la regeneración de 3 moléculas de Ribulosa 1-5 bifosfato, la sexta G3P es extrída del clico para biosintesis o como reserva de energía, propósito fundamental del proceso.

Lo que la Fig 2. no muestra es la complejidad de la fase de regeneración.

Para ilustrar de la mejor manera esta fase resulta mucho mejor “abrir” el ciclo, ver fig 3., con tres moléculas de Ru-1-5-BP iniciando la ruta metabólica y “OTRAS” tres finalizandolo, lo cual de paso es la manera mas estricta de representar el proceso. El hecho de que la ruta se repita ciclicamente no quiere decir que sea circular, lo que implicaría las que las mismas moléculas de Ru-1-5 BP son las que incician y cierran el ciclo.

Como se mencionó arriba, una de las seis moléculas de G3P producidas durante la fase de reducción se destina a biosintesis (o como reserva de energía), mientras que las cinco restantes se destinan a la regeneración de Ru-1-5BP.

Figura 3. Representación alterna de la Ruta metabólica de Calvin-Benson

Se incluyen en la parte superior de la figura las dos rutas de biosíntesis más relevantes: La biosíntesis de almidón (en el cloroplasto de plantas superiores) y la biosíntesis de sucrosa (en el cytosol).

Para facilitar la comprensión del proceso, moléculas orgánicas de tres carbonos se representan como triángulos, de cuatro como cuadrados, de cinco como pentágonos, etc.

La aritmética implicada en el reagrupamiento de carbonos en la fase de regeneración, esto es, la síntesis de tres moléculas de cinco carbonos (Ribulosa 2-5 bifosfato) a partir de cinco moléculas de tres carbonos (Gliceraldehido tres fosfato) se resume en la fig 4.

Figura 4. Aritmética de la fase de regeneración en el ciclo de Calvin-Benson

Otra manera de visualizar la fase de regeneración es mediante un diagrama de evolución temporal en el número de carbonos/molécula, ver Fig 5.

Figura 5. Evolución de carbonos a lo largo de la fase de regeneración

Lo que permite analizar este gráfico es la distribución de densidad de carbonos por molécula alrededor del objetivo final (5 carbonos).

Una manera de cuantificar esta densidad es a travez de un índice de variacion I, de acuerdo a la fórmula especificada en la figura. Para este caso, 2,36 es el valor calculado del índice de densidad de carbonos, teniendo en cuenta las moléculas precursoras de tres carbonos, G3P, moléculas intermedias de 4, 6 y 7 carbonos, ver fig.3, y las moléculas objetivo, Ru-1-5 BP.

No existe una fase de regeneración alterna que aporte un úndice inferior a 2,36. El número de carbonos oscila entre 3 y 7 carbonos, cualquier alternativa con moléculas de menos de tres carbonos o más de siete termina arrojando un índice mayor.

A manera de ejemplo, analizemos una ruta alterna como la especificada en la fig. 6.

Figura 6. Aritmética alterna de carbonos a lo largo de la fase de regeneración

En este caso, en lugar de la síntesis de F1-6BP (fructuosa bifosfato) a partir de G3P y DHP, con alguna enzima podría generarse X5P precursor de Ru1-5BP y una molécula orgánica de un carbono, que fosforilada convenientemente (inversión en energía), podría integrarse a un G3P para formar E4P .

Lo demás quedaría igual.

Esta modificación metabólica en la fase de regeneración termina generando cambios significativos en la densidad de carbonos, ver fig.7., como lo demuestra el nuevo índice de densidad calculado I=3,73 vs I=2,36 en el caso real.

Figura 7. Evolución alterna de carbonos a lo largo de la fase de regeneración

Con este ejercicio la pregunta que surge es, cuál es el significado del índice de densidad de carbonos?

En primer lugar, la energía invertida en cualquier otra ruta de regeneración alterna debe incrementarse,en el caso presentado por la integración de moléculas de un carbono a G3P, cuya activación por fosforilación implica inversión adicional de ATP, pero también por la energía invertida en la síntesis de enzimas adicionales para habilitar la ruta alterna.

Teniendo en consideración que la vida y su fenomenología bioquímica no son ni pueden ser una excepción a las reglas del universo, lo que se está midiendo es el costo metabólico de las rutas metabólicas, correspondiendo el menor costo, menor esfuerzo o mínima acción, a la ruta seleccionada por la naturaleza, lo que debe tener un equivalente discreto de la minima acción de la mecánica lagrangiana aplicada a fenómenos coninuos, acción que finalmente es la medida de la evolución temporal de las energías cinéticas y potenciales del sistema.