Figura 1. Arreglo de pigmentos de una subunidad tubular en el cuerpo del Clorosoma de Bacterias verde sulfurosas
El clorosoma es el organelo responsable de la captura de energía lumínica en las maquinarias fotosintéticas de tres grupos de bacterias Gram (-) :
Bacterias Verdes Sulfurosas (GSB), representadas por el género Chlorobium ( C. tepidum), y los géneros Chlorobaculum, Prosthecocloris y Cloroherpeton.
Bacterias Fotótrofas Anoxigénicas Filamentosas (FAP), anteriormente bacterias verdes no sulfurosas, representadas por el género Chloroflexus (C. aurantiacus), y los géneros Roseiflexus, Oscilochloris, Heliothrix y Chloronema.
Acidobacterias, con un único género fotosintético descrito a la fecha, Chloroacidobacterium.
Equivalente en función a los complejos LHII y LHI de bacterias púrpura y a los Ficobilisomas de las Cyanobacterias, los clorosomas son los orgenelos responsables de capturar la energía lumínica y redireccionarla al centro de reacción RC donde la separación de cargas tiene lugar.
Los Clorosomas se diferencian de los demás complejos antena por su gran tamaño (formacilindrica de corte elipsoidal con una longitud entre 100 y 200 nm, 50 nm de anchura, 25 nm de altura), por la ausencia de una matriz proteica que de soporte y organización a los pigmentos fotosintéticos y por el elevado número de pigmentos por unidad (250,000 moléculas de bacterioclorofilas c, d y e por clorosoma).
En ausencia de la matriz proteica, los pigmentos se autoensamblan en agregados paracristalinos, ver Fig.1., lo que los hace objeto actual de investigación en nanotecnología (fotosíntesis artificial y electrónica molecular).
El compacto agregado de pigmentos fotosintéticos proporciona un acoplamiento exitónico intramolecular muy fuerte. Este elemento, sumado a la enorme cantidad de moléculas involucradas, son la base de la alta eficiencia en captura de energía lumínica, al punto que unos pocos fotones incidentes por pigmento por día le permiten a las bacterias prosperar en ambientes anóxicos de extremada baja luminosidad (hasta 100 metros de profundidad en el Mar Negro), siendo considerados a la fecha los más eficientes complejos antena encontrados en la naturaleza.
ANATOMÍA DEL CLOROSOMA
El clorosoma está conformado por un cuerpo, responsable directo de la captura de energía, una capa conectora base (Baseplate), y en el caso de GSB, una capa proteica especial, FMO, (Fenna-Matthews-Olson), responsable de transmitir la energía al centro de reacción RC, ver Fig.2.
Figura 2. Estructura general de un clorosoma
Los dos principales pigmentos presentes en el clorosoma corresponden a BChl c y BChl a , en cuerpo y baseplate respectivamente, ambos con un precursor común, Chlorophyllide a, pero con diferencias importantes en su estructura molecular como se ilustra en la fig 3 y en la tabla 1.
Figura 3. Pigmentos presentes en el clorosoma
Tabla 1. Características de los pigmentos mas representativos presentes en el clorosoma
Los pigmentos fotosintéticos responsables de la captura primaria de energía corresponden principalmente a bacterioclorofilas del tipo CBhl c, en un número entre 60,000 y 250,000 unidades por clorosoma, cantidad que depende de la especie y de la disponibilidad de energía lumínica del entorno. Chlorobium tepidum contiene entre 200 y 250 clorosomas, para un total de cerca de 50 millones de moléculas de BChl c, lo que equivale a cerca del 30% del carbono celular.
Al interior del cuerpo los pigmentos se autoensamblan en subunidades tubulares, ver Fig1., mediante enlaces de coordinación C-31OH-Mg, ver Fig 4; absorben energía a 750 nm y por resonancia de Förster y coherencia cuántica direccionan la misma a la Base plate a 795 nm .
Figura 3. Apilamiento de moléculas BChl C bajo una estructura “Parallel Stack”. Otros arreglos son posibles (Piggy-back dimer model, Anti-parallel monomer stack model y Syn-anti monomer stack model). Visitar: Photosynthesis Research · June 2013. DOI: 10.1007/s11120-013-9869-3 · Source: PubMed. Para todos los casos, un enlace de coordinación C-31OH-Mg es el elemento enlazante de la cadena. Para los demás arreglos,
El conjunto de tubulos está rodeado por una membrana monofosfolipídica de geometría cilíndrica y corte elipsoidal poblada de proteinas clorosómicas transmembrana (CSM) pertenecientes a las familias CsmA, CsmB/CsmF, CsmC/CsmD y CsmH/I,J,X. La función de estas proteínas es contribuir a la estabilización y organización estructural de los pigmentos, y en el caso de CSMJ protejer el sistema mediante disipación de energía lumínica (quenching ).
En adición a las bacterioclorofilas, el cuerpo contiene carotenos que participan en la captura y transmisión de energía, y quinonas , particularmente clorobiumquinona, que operan como agentes protectores quencher.
En cuanto a la capa basal del clorosoma, o Base Plate, está conformada por proteínas CSMA ligadas a la capa monofosfolipídica en una estructura paracristalina 2D. las proteínas a su vez contienen pigmentos BChl a y probablemente carotenos. Cada monómero de CSMA está compuesto por dos hélices alpha, donde la hélice N-Terminal (residuos 6-36) se encuentra inmersa en los lípidos mientras la hélice C-Terminal (residuos 41-49) se asocia a la proteina FMO.
Hélices Alpha de monómeros adjuntos establecen interacciones hidrofóbicas que favorecen conformaciones diméricas, las cuales son la base del arreglo molecular de la Base Plate.
Finalmente, la capa FMO, que conecta la Baseplate con en centro de reacción en bacterias verde sulfurosas, es un trímero proteico con simetría de orden 3, compuesto por monómeros idénticos, ver Fig 4.
Cada monomero de CSMA contiene en su interior siete bacterioclorofilas BChl a, ver Fig 5, aunque en Chlorobaculum tepidum y otras bacterias verdes sulfurosas se ha encontrado evidencia de una octava BChl a más débilmente ligada, que parece cumplir un papel de acoplamiento con la Baseplate. Estos pigmentos son los responsables finales del tránsito de energía desde el complejo antena hasta el centro de reacción.
Figura 5. Disposición de las BChl a al interior de los monómeros CSMA. Fuente: Energy-scales convergence for optimal and robust quantum transport in photosynthetic complexes. The Journal of Chemical Physics · April 2011. DOI: 10.1063/1.4856795
Para concluir, es de anotar que FMO fué el primer complejo proteina-pigmentos en ser estudiado y entendido. Gran parte de lo que se conoce hoy en día de la interacción entre pigmentos y proteinas proviene de los estudios de dicho complejo. FMO fué igualmente el primer caso en que se demostró la ocurrencia de coherencia cuántica como fenómeno fundamental en la transmisión de energía hacia el centro de reacción. FMO solo está presente en especies con centros de reacción tipo I, carcterizados por la presencia de ferredoxina como aceptor de electrones en la cadena de transporte de electrones ETC, tema que se tratará en las próximas lecturas.
Figura 1. Vista 3D de la enzima Rubisco, responsable de la fijación de carbono en el ciclo de Calvin-Benson.
El ciclo de Calvin-Benson es de lejos el ciclo reductor mas importante en la naturaleza, presente en varios grupos bacterianos, algas y plantas superiores.
La manera más común de representar el ciclo se ilustra en la Fig 2.
Figura 2. Ilustración general del ciclo de Calvin-Benson
Varios elementos a resaltar:
Se trata de un ciclo reductor, responsable de la biosíntesis a partir de Gliceraldehido 3 fosfato (G3P) , mediante incorporación de CO2, ruta característica y propia de los procesos fotosintéticos.
El ciclo requiere energía externa, en forma de ATP y NADPH
El ciclo comprende tres fases: Carboxilación, Reducción y Regeneración
Durante la fase de carboxilación, 3 moléculas de CO2 son incorporadas al ciclo, y en conjunto con 3 moléculas de H2O y tres de Ribulosa 1-5 bifosfato se producen seis moléculas de 3-fosfoglicerato. En esta fase la enzima Rubisco (Ribulosa 1-5 bifosfato carboxilasa oxigenasa) es la responsable de la carboxilación.
En la fase reductora, seis moléculas de Gliceraldehido 3-fosfato (G3P) son sintetizadas a partir de igual número de moléculas de 1-3 bifosfoglicerato.
Finalmente, en la fase de regeneración, cinco de las seis G3P producidas previamente se destinan a la regeneración de 3 moléculas de Ribulosa 1-5 bifosfato, la sexta G3P es extrída del clico para biosintesis o como reserva de energía, propósito fundamental del proceso.
Lo que la Fig 2. no muestra es la complejidad de la fase de regeneración.
Para ilustrar de la mejor manera esta fase resulta mucho mejor “abrir” el ciclo, ver fig 3., con tres moléculas de Ru-1-5-BP iniciando la ruta metabólica y “OTRAS” tres finalizandolo, lo cual de paso es la manera mas estricta de representar el proceso. El hecho de que la ruta se repita ciclicamente no quiere decir que sea circular, lo que implicaría las que las mismas moléculas de Ru-1-5 BP son las que incician y cierran el ciclo.
Como se mencionó arriba, una de las seis moléculas de G3P producidas durante la fase de reducción se destina a biosintesis (o como reserva de energía), mientras que las cinco restantes se destinan a la regeneración de Ru-1-5BP.
Figura 3. Representación alterna de la Ruta metabólica de Calvin-Benson
Se incluyen en la parte superior de la figura las dos rutas de biosíntesis más relevantes: La biosíntesis de almidón (en el cloroplasto de plantas superiores) y la biosíntesis de sucrosa (en el cytosol).
Para facilitar la comprensión del proceso, moléculas orgánicas de tres carbonos se representan como triángulos, de cuatro como cuadrados, de cinco como pentágonos, etc.
La aritmética implicada en el reagrupamiento de carbonos en la fase de regeneración, esto es, la síntesis de tres moléculas de cinco carbonos (Ribulosa 2-5 bifosfato) a partir de cinco moléculas de tres carbonos (Gliceraldehido tres fosfato) se resume en la fig 4.
Figura 4. Aritmética de la fase de regeneración en el ciclo de Calvin-Benson
Otra manera de visualizar la fase de regeneración es mediante un diagrama de evolución temporal en el número de carbonos/molécula, ver Fig 5.
Figura 5. Evolución de carbonos a lo largo de la fase de regeneración
Lo que permite analizar este gráfico es la distribución de densidad de carbonos por molécula alrededor del objetivo final (5 carbonos).
Una manera de cuantificar esta densidad es a travez de un índice de variacion I, de acuerdo a la fórmula especificada en la figura. Para este caso, 2,36 es el valor calculado del índice de densidad de carbonos, teniendo en cuenta las moléculas precursoras de tres carbonos, G3P, moléculas intermedias de 4, 6 y 7 carbonos, ver fig.3, y las moléculas objetivo, Ru-1-5 BP.
No existe una fase de regeneración alterna que aporte un úndice inferior a 2,36. El número de carbonos oscila entre 3 y 7 carbonos, cualquier alternativa con moléculas de menos de tres carbonos o más de siete termina arrojando un índice mayor.
A manera de ejemplo, analizemos una ruta alterna como la especificada en la fig. 6.
Figura 6. Aritmética alterna de carbonos a lo largo de la fase de regeneración
En este caso, en lugar de la síntesis de F1-6BP (fructuosa bifosfato) a partir de G3P y DHP, con alguna enzima podría generarse X5P precursor de Ru1-5BP y una molécula orgánica de un carbono, que fosforilada convenientemente (inversión en energía), podría integrarse a un G3P para formar E4P .
Lo demás quedaría igual.
Esta modificación metabólica en la fase de regeneración termina generando cambios significativos en la densidad de carbonos, ver fig.7., como lo demuestra el nuevo índice de densidad calculado I=3,73 vs I=2,36 en el caso real.
Figura 7. Evolución alterna de carbonos a lo largo de la fase de regeneración
Con este ejercicio la pregunta que surge es, cuál es el significado del índice de densidad de carbonos?
En primer lugar, la energía invertida en cualquier otra ruta de regeneración alterna debe incrementarse,en el caso presentado por la integración de moléculas de un carbono a G3P, cuya activación por fosforilación implica inversión adicional de ATP, pero también por la energía invertida en la síntesis de enzimas adicionales para habilitar la ruta alterna.
Teniendo en consideración que la vida y su fenomenología bioquímica no son ni pueden ser una excepción a las reglas del universo, lo que se está midiendo es el costo metabólico de las rutas metabólicas, correspondiendo el menor costo, menor esfuerzo o mínima acción, a la ruta seleccionada por la naturaleza, lo que debe tener un equivalente discreto de la minima acción de la mecánica lagrangiana aplicada a fenómenos coninuos, acción que finalmente es la medida de la evolución temporal de las energías cinéticas y potenciales del sistema.
Las bacterias púrpura son un grupo de bacterias Gram negativas pertenecientes al órden Chromatiales, clase Gammaproteobacterias, presentes en cuerpos de agua anóxicos con alta iluminación.
Dada la importancia ecológica del grupo (particularmente como agente purificador de aguas residuales), su bioquímica ha sido ampliamente estudiada. La comprensión de su función fotosintética es de gran ayuda para abordar la dinámica de maquinarias más complejas, particularmente las correspondientes a cyanobacterias, algas y plantas superiores.
La fotosíntesis como proceso universal comprende dos fases:
REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ: Conformada por un conjunto de etapas secuenciales a lo largo de varios complejos proteínicos transmembrana, que van desde la captura de energía lumínica hasta la síntesis de ATP, ver Fig.1.
Fig.1. Etapas de las reacciones dependientes de la luz en la fotosíntesis.
REACCIONES NO DEPENDIENTES DE LUZ: Corresponde a la biosíntesis parti4ndo de agua y CO2, utilizando ATP como fuente e energía. Esta fase se realiza en el citoplasma mediante diversas rutas metabólicas reductoras, incluyendo el ciclo de Calvin-Benson.
REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ
En bacterias púrpura, las reacciones fotosintéticas dependientes de la luz ocurren en organelos especializados de la membrana interna celular, denominadas cromatóforos, ver Fig 2.
Fig 2. Cromatóforo en Rhodobacter sphaeroides. Fuente: Sener MK et al, 2007. Atomic level structure and function of an entire biological membrane: the photosynthetic unit of Rhodobacter sphaeroides. Proc Natl Acad Sci USA 104
Los cromatóforos surgen de invaginaciónes de la membrana citoplasmática interna. Cada invaginación genera un volumen interno periplasmático confinado, limitado hacia el exterior por la membrana externa, ver Fig.3. El reducido volumen de periplasma al interior del cromatóforo optimiza la generación de un gradiene de carga positiva, PMF, esencial para la síntesis de ATP. Estrategias de confinamiento equivalentes se presentan en los Tilacoides de los cloroplastos y en las crestas mitocondriales en el proceso de fosforilación oxidativa.
Fig 3. Estructura de un cromatóforo
Las reacciones dependientes de la luz comprenden las siguientes etapas:
CAPTURA DE LUZ
EXITACIÓN DEL PAR ESPECIAL DE CLOROFILAS PRESENTES EN EL CENTRO DE REACCIÓN RC TIPO II (P870)
FLUJO DE ELECTRONES(Electron Transport Chain, ETC) a lo largo de una sucesión de reacciones de oxidoreducción a partir de la exitación y oxidación del par especial de clorofilas.
FUERZA PROTOMOTRIZ PMF (generación de un potencial protónico)
SÍNTESIS DE ATP (a partir de PMF como energía generatriz).
La Fig.4. resume el modelo de manera general el proceso fotosintético en este grupo bacteriano, LA fIG.5 expone la maquinaria en detalle.
Fig 4. Diagrama de flujo reacciones fotosintéticas depenientes de la luz en bacterias púrpura
Fig 5. Bacterias púrpura: Aparato fotosintético
REACCIONES DEPENDIENTES DE LA LUZ
CAPTURA DE LUZ (LIGHT HARVESTING)
En bacterias púrpura, la energía lumínica exita pigmentos fotosintéticos, carotenos y clorofilas, geométricamente distribuídos al interior de dos tipos de complejos proteicos transmembrana denominados complejos antena LHII y LHI, ver Fig 6.
Fig 6. Vista superior de los complejos antena de Bacterias Púrpura. LHII (izquierda) contiene 9 carotenos (café) en empalizada , 9 Bchla´s paralelas y 18 Bchl´s perpendiculares a la membrana plasmática. LHI dimérico en forma de “S” contiene 36X2 clorofilas dispuestas perpendicularmente a la membrana plasmática. Círculos en azul claro representan las proteinas transmembrana correspondientes a cada monomero.
Mediante resonancia no radiativa (Resonancia de Förster) y coherencia cuántica, la energía capturada en LHII es transferida a LHI, para finalmente ser transladada a un par especial de bacterioclorofilas, denominadas Special Pair, localizadas en el Centro de Reacción, RC, ver Fig 7.
Fig 7. Flujo de energía desde los Complejos Antena LH hasta en centro de reacción RC.
La transferencia radiativa implica una disminución gradual de la energía en el tránsito desde LHII hasta LHI.
2. EXITACIÓN DEL PAR ESPECIAL DE CLOROFILAS
El par especial P870 en RC exitado por un valor de energía superior al valor de exitación de su donor en LHI (B875)., ver Fig. 8, lo cual se debe probablemente al efecto combinado de coherencia y superradiancia cuánticas.
Fig 8. Energías y rutas de exitación en los Complejos Antena LH hasta en centro de reacción RC. Transcrito de Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95 (1998)
3. FLUJO DE ELECTRONES ETC
El flujo de energía lumínica, indicado con flechas en rojo en la Fig 8., tiene lugar vía LHII -> LHI -> P870 en RC, mientras que la cadena de transporte de electrones ETC, flechas en verde, ocurre desde el par especial hasta PQ b en el centro de reacción RC. Ver Fig.9.
Fig 9. Flujo de energía en los complejos antena de Bacterias Púrpura. Se incluye la transferencia de LHI a RC, y la cadena de transporte en RC, tema amplado más adelante. Las subunidades LHIa y LHIb en la imagen corresponden a un único complejo LHI en “S” , ver también Fig 3., rodeando el centro de reacción RC . Note que el complejo proteico de RC está formado por un dímeero con subunidades L, M.
NIVELES DE ENERGÍA
Los pigmentos fortosintéticos presentan, dependiendo de la energía incidente, dos niveles de exitación: 1° y 2° estados en singlete, ver Fig 10.
Fig 10. Niveles de energía en la molécula de clorofila. Dependiendo de la luz incidente, el estado de exitación puede ser 2° singlete (banda azul), o 1° singlete (banda roja). Fuente : Biochemistry & Molecular Biology of Plants.2015, John Willey & Sons.
Electrones en 2° singlete se relajan rápidamente de manera expontánea a 1° singlete por conversión interna (IC) y liberación de calor, mientras que los de 1° singlete (en el caso del par especial de clorofilas) pueden tener dos destinos:
Retorno a GND por fluorescencia
Liberación desde el par especial vía REDOX (reducción de BPha como primer aceptor de electrones) , iniciandose con este evento la cadena de transporte de electrones ETC. La ruta tomada dependerá de los requerimientos fisiológicos de ATP. Alta demanda favorecerá ETC, caso contrario la molécula retornará a GND.
Ante demanda de ATP, el electrón cedido por el par especial inicia una serie de reacciones REDOX en cadena, ver Fig 10.
P865 –> BPha –> QA –> QB.
Cofatores adicionales, BChla y Fe2+ , indicados en la figura 11., no participan directamente en la cadena de transporte, su función es estabilizar la carga local para facilitar la unidireccionalidad de la cadena de reacciones.
Fig 11. Cadena de transporte de electrones en RC. A. Pigmentos y moléculas involucradas en el transporte. B. Niveles de energía correspondientes a cada etapa.
El aceptor final en RC, Q b , requiere dos electrones para reducirse completamente, ver Fig 12., de modo que el par especial debe ceder secuencialmente dos electrones , lo que implica captura de dos fotones por parte de los complejos antena y consecuentemente utilización de los dos electrones que proceden del citocromo C en una ruta cíclica.
Fig 12. Reducción de Ubiquinona a Ubiquinol, pasando por Ubiquinol semireducido.
La plastoquinona completamente reducida migra al pool de quinonas y mediante la adquisición de 2 cationes H+ procedentes del citoplasma se convierte rapidamente en Plastoquinol . El confinamiento de plastoquinonas y plastoquinol al interior de la membrana citoplasmática interna es posible gracias a su alta hidrofobicidad molecular, de manera que los fosfatos de la bicapa fosfolipídica actuan como barrera de retención manteniendo las quinonas y quinoles en el pool a disposición del citocromo Bc1.
4. FUERZA PROTOMOTRIZ PMF
Ubiquinol se convierte entonces en el portador de energía a ser utilizado por el citocromo bc1 para la generación del gradiente protónico requerido para la síntesis posterior de ATP.
El complejo citocromo bc1 , al igual que b6f en cianobaterias y en mitocondrias de células eucariotas, se caracteriza por contener moléculas Heme como cofactores responsables del transporte de electrones.
En bc1, tres Heme participan en el transporte de electrones, dos en Cyt b y una en Cyt c1; lo que contrasta con el centro de reacción RC, donde los cofactores responsables del transporte corresponden a clorofilas, phaeophytinas y quinonas.
En Heme, un átomo de Hierro Fe2+ es quelatado de manera similar a la quelatación de magnesio Mg2+ en las clorofilas y bacterioclorofilas, ver Fig 13.
Fig 13. Esquema comparativo de las moléculas de Bacterioclorofila a y Heme.
Mientras que en RC los electrones cedidos por el par especial de clorofilas corresponden a electrones π de la cadena resonante de enlaces conjugados, en heme los electrones provienen del ión ferroso Fe2+ al pasar a estado férrico Fe3+.
Heme y clorofila comparten una misma ruta de síntesis metabólica, partiendo del ácido δ-aminolevulínico (ALA) hasta el subproducto protoporfirina IX. De ahí en adelante los agentes quelatantes y demás diferenciadores definen el producto final.
El Ubiquinol (QH2) exportado desde el centro de reacción al pool de quinonas es redireccionado al sitio Qp del CytB, ver Fig 14, donde es totalmente oxidado.
Fig 14. Cytochrome BC1. Función y diagrama general
Un primer electrón es capturado por el cofactor Fe2S2 del complejo Rieske, ver Fig 15., de allí pasa al citocromo C1 y luego al Cyt C2 soluble que lo lleva de nuevo al centro de reacción RC para reducir el par especial de clorofilas, pudiendo reiniciarse así un nuevo ciclo de transporte de electrones.
Fig 15. Complejo Rieske. Uno de los dos hierros es coordinado por dos residuos His definiendo su alto potencial Redox.
El segundo electron sigue una ruta diferente: Heme Bl (bajo potencial) -> Heme BH (alto potencial) -> quinona Q (localizada en un segundo sitio de CitB: Qn) reduciendola parcialmente (Q -> Q–) , de manera que la reducción completa de Q implica la reducción de dos ubiquinoles.
La figura 16 ilustra los potenciales Redox en bacterias púrpura y bacterias verdes del azufre (para fines comparativos) a lo largo de la cadena de transporte de electrones, incluyendo las etapas que tienen lugar en RC y las etapas en Cyt bc1. Note que en bacterias púrpura la reducción de NAD+ de manera directa por la vía de fotosíntesis, por su alto valor de potencial.
Como se puede observar, de manera global los potenciales Redox de bacterias púrpura son menores comparados con los potenciales de bacterias verdes del azufre.
Esto define para el sistema de bacterias púrpura un poder oxidante fuerte, reductor débil, mientras que GSB se define un poder oidante débil, reductor fuerte.
la importancia de esta diferencia en poder oxidoreductor entre uno y otro grupo biológico se entenderá más adelante, al abordar las cyanobacterias, un grupo biológico que por endosimbiosis bioquímica (término personal propuesto en estas lecturas) integró los dos fotosistemas en una sola maquinaria fuertemente oxidante, fuertemente reductora, capaz de oxidar H2O y capaz de reducir NAD+ de manera autónoma, lo que en su momento evolutivo defino un nuevo curso para la vida en el planeta.
Figura 16. Potenciales redox en bacterias purpura y verdes del azufre
5. SÍNTESIS DE ATP
Como resultado de la oxidación del Ubiquinol, dos hidrogeniones H+ son exportados al periplasma contribuyendo a generar el gradiente PMF requerido para la síntesis de ATP.
El citocromo BC1 actua entonces como una bomba de protones, desde el citoplasma al periplasma, y el PMF generado actúa como habilitante de la ATP Synthase, último complejo de la cadena de reacciónes dependientes de la luz.
El diferencial de iones H+ entre periplasma y citoplasma, PFM, es utilizado por ATP synthase para la síntesis de ATP.
Si el Citocromo BC1 es una bomba de protones, ATP synthase es una verdadera ensambladora rotativa de tres tiempos, admisión, compresión y expulsión, con un rotor dotado de tres sitios activos separados 120° entre sí. La rotación es habilitada gracias al flujo de protones procendentes de PMF a travez de la ATP Synthase.
El primer sitio activo, o sitio de admisión, recibe ADP y radicales fosfato. El sitio de compresión inserta mediante ataque nucleofílico el fosfato en la molécula de ADP para generar ATP, y finalmente en el sitio de expulsión el ATP se libera al citoplasma quedando a disposición de los procesos bioquímicos celulares, y en particular a las cadenas fotosintéticas no dependientes de la luz, que en el caso de las bacterias púrpura, corresponden al ciclo de Calvin-Benson.
Esta enzima no es exclusiva de las bacterias púrpura, y está presente prácticamente en todos los organismos vivientes, desde arqueas hasta plantas superiores y animales, y siempre su función es la síntesis de ATP, utilizando el gradiente electroquímico de protones H+ , aunque en algunos casos también utiliza el gradiente de iones Na+ (Fuerza Sodio-motriz) , y raramente K+.
SÍNTESIS DE NADH
Como se ilustró en la Fig.16., el centro de reacción P870 característico de bacterias púrpura NO es lo suficientemente reductor para reducir directamente NAD⁺, de modo que se debe contar con una maquinaria adicional para producir:
NADH (a través de electrones provenientes de donores orgáanicos (Succinato, principalmente, a travez del complejo II SDH (Succinato Deshidrogenasa) de la maquinaria respiratoria.
NADPH (a través de transhidrogenasas)
ferredoxina reducida (si se requiere)
Para la síntesis de NADH, dado el bajo poder reductor de la maquinaria fotosintética y alto potencial Redox del par NAD+/NADH, se debe habilitar el complejo II (Complejo SDH) de la máquinaria respiratoria (Succinato deshidrogenasa), permitiendo que succinato (o lactato) reduzcan quinonas a ser redireccionadas no hacia bc1 sino hacia el complejo I de la cadena respiratoria. Utilizando ATP-asa (ATP-Sinthase inversa) se incrementa el gradiente protónico en el espacio periplasmático lo que genera un flujo protónico inverso que a su vez permite que los electrones fluyan “Up Stream” en la cadena de ferrodoxinas hasta finalmente reducir NAD+. Ver Fig.17. Este proceso ocurre en obscuridad, de manera que el aparato fotosintético (módulos en gris en la figura) permanecen inactivos. Con propositos comparativos se anexa como Fig.18 el complejo fotosintético previamente presentado en la Fig 4. Vale la pena resaltar la función de “Switch” o conmutador de energia de l complejo II, el cual no solo alimenta alternativamente el Complejo I en la síntesis de NADH o el pool de quinonas en el proceso fotosintético sino que también invierte el flujo protónico, convirtiendo ATP-Synthase en ATP-Asa, forzando a un flujo protónico de citoplasma a pariplasma, y tambien invirtiendo este flujo en el complejo I, lo que finalmente lleva a sintetizar (y no consumir) NADH.
Figura 17. Diagrama de flujo síntesis de NADH en bacterias púrpura fotosintéticas.
Figura 18. Diagrama de flujo reacciones fotosintéticas depenientes de la luz en bacterias púrpura
REACCIONES NO DEPENDIENTES DE LA LUZ
En bacterias púrpura, al igual que en cyanobacterias y plantas superiores, el ciclo de Calvin-Benson es el receptor de facto del ATP producido en la fotosíntesis. Este ciclo forma parte integral de la maquinaria fotosintética, y corresponde a lo que se denomina reacciones no dependientes de la luz.
El ciclo de Calvin-Benson merece una lectura aparte, luego no se detalla en el presente blog.
Una molécula de clorofila es el más pequeño y preciso “violín” diseñado por la naturaleza.
Su función resonante es equivalente a la de un instrumento musical de cuatro cuerdas, incluyendo en su estructura una “caja de resonancia”, cuatro “cuerdas vibrantes” y un conjunto variado de “clavijas de afinación”.
3,500 millones de años en investigación y desarrollo (R&D) en nanotecnología dieron como resultado la pieza molecular resonante más eficiente y de mayor trascendencia para la vida en el planeta.
La Clorofila posee una estructura tetrapirrólica derivada de la Clorina (Porfirina parcialmente reducida), ver Fig 1., caracterizada por contener una larga cadena de enlaces conjugados (18 o más enlaces 𝞼, 𝝿) , que les otorgan a la molécula sus propiedades resonantes y sus particulares espectros de absorción lumínica.
Fig 1. Estructura tetrapirrólica de la Clorina
En el caso de Bchl a, con dos anillos parcialmente reducidos, los enlacesconjugados (18 enlaces alternos 𝞼, 𝝿), ver Fig. 2, generan en la molécula unas frecuencias de exitación LUMO – HOMO particularmente bajas, correspondientes al espectro visible o incluso en el infrarojo cercano. La deslocalización electrónica es responsable de sus propiedades resonantes, convirtiendo al anillo en una verdadera “caja de resonancia molecular”, siendo las frecuencias de exitación electrónica inversamente proporcionales a la longitud de las cadenas conjugadas.
Fig 2. Bacterioclorofila a : Estructura molecular
En adición al macrociclo tetrapirrólico, clorofilas y bacterioclorofilas contienen dentro de sus estructura:
Un ión Mg2+ , coordinado en el centro de la molécula por los nitrógenos pirrólicos, el cual estabiliza la molécula, manteniendo la estructura planar característica de estos compuestos semi-aromáticos. Desde el punto de vista funcional, Mg2+ contribuye a los valores de exitación molecular.
Un quinto anillo (Ciclopentano), ubicado entre los pirroles III y IV (anillo V), limita la función planar del ión Mg2+ , otorgándole a la molécula una cierta curvatura. Adicionalmente, contribuye a los valores finales de los coeficientes orbitales moleculares, en consecuencia a la distribución electrónica molecular.
Radicales funcionales, que contribuyen a la hidrofobicidad molecular (CH3), al desplazamiento de absorción lumínica por electronegatividad (-CHO y -COOH) y a los valores finales de conjugación y absorción (–CH=CH₂).
Una cadena de fitol (alcohol diterpénico esterificado en el pirrol IV) hidrofóbico, el cual ancla la clorofila a la membrana, incrementa la solubilidad molecular en ambientes lipídicos, orienta la molécula adecuadamente para favorecer la absorción lumínica. En complejos antena contribuye al posicionamiento intermolecular para garantizar la transferencia energética vía Resonancia de Förster.
En resumen, los espectros de absorción en clorofilas dependen de la acción conjunta de la estructura conjugada del anillo tetrapirrólico, del magnesio coordinado, del ciclopentano, de los radicales asociados, e incluso del entorno electromagnético circundante , dando como resultado una “afinación” final del espectro de absorción (exitación energética) característica para cada tipo de molécula. Estos elementos, pero en particular los radicales, se convierten en las “clavijas de afinación” de este maravilloso instrumento de cuerdas, definiendo lo que musicalmente podría equivaler a una afinación bién temperada, ajustada en cada caso a la oferta energética particular presente en cada entorno ecológico, lo que contribuye de manera muy significativa a la diversidad de las especies fotosintéticas y de la vida en el plateta.
LAS CUERDAS VIBRANTES
En 1961, Martin Gouterman propuso un modelo que explicó adecuadamente el espectro de absorción de las porfirinas, basado en la existencia de cuatro orbitales moleculares.
De acuerdo al modelo, las bandas de absorción lumínica dependen de las trancisiones electrónicas entre dos orbitales HOMO y dos LUMO, ver fig 3., donde las energías de transición LUMO-HOMO son afectadas por Mg2+ y los radicales funcionales electronegativamente cargados, especialmente -CHO y -COOH.
Fig 3. Modelo de cuatro orbitales moleculares de Gouterman
Las cuatro configuraciones moleculares corresponden a los cuatro orbitales de Gouterman, los círculos azules y rojos representan los coeficientes orbitales atómicos, calculados a partir de la función de Schrödinger, de tamaño proporcional a su aporte a los valores finales de loscoeficientes de los orbitales moleculares, y el color de los círculos asu fase , 0° o 180°.
Las transiciones HOMO -> LUMO pueden ser directas, bandas Q en el espectro de absorción, ver Fig 3., o cruzadas, banda de SORET, en el azul o UV cercano.
De manera que los cuatro orbitales de Gouterman vienen a ser los equivalentes de las cuerdas vibrantes de nuestro pequeño instrumento musical.
Se debe aclarar que los orbitales LUMO son orbitales degenerados, con idéntico nivel energético, lo que conduce a una sola banda B.
LA LUZ HECHA MÚSICA
Las frecuencias correspondientes a las longitudes de onda indicadas en el espectro de absorción de la Fig 3. pueden calcularse a partir de la relación:
F = C/𝝺
Donde C es la velocidad de la luz y lambda (𝝺) la longitud de onda.
Con propósitos púramente comparativos, y sin pretender con esto unificar bajo un mismo fenómeno físico ondas electromagnéticas y ondas sonoras, es posible determinar las notas y octavas en las cuales se ubicaríanlos picos de absorción de la bacterioclorofila a (Bchl a), si dichas frecuencias correspondierana ondas de sonido.
Fig 3. Notas musicales y octavas correspondientes a los picos de frecuencias de absorción de Bchl a .
Octavas 40, 41 y 42 !!!
Se requería un piano con un teclado de algo mas de siete metros de longitud para obtener dichas notas !!!
Este conjunto particular de notas (B, C#, D# y F#) no corresponde a ningún acorde clásico, ni mayor ni menor, si bién pertenecen a la escala de C# mayor, de manera que podrían utilizarse en la composición de piezas musicales en dicho tono, o construir un acorde suspendido para música moderna o Jazz, aunque sería un jazz imposible de escuchar con nuestro oído, dada su altísima frecuencia. Debemos conformarnos con escucharlas con nuestros ojos.
Como ondas electromagnéticas, las frecuencias de la octava 42 corresponden al violeta cercano y azul, mientras que las frecuencias de la octava 40 se ubican en el rojo.
CONCIERTO PARA DOS VIOLINES
Finalmente, aunque el tema merece un blog aparte, el fenómeno de la fotosíntesis implica no solo una transición electrónica de HOMO a LUMO en una molécula de clorofila, sino una liberación del electrón exitado para iniciar la cadena de transporte de electrones, ETC, elemento fundamental del proceso fotosintético.
Esta transición solo es viable en emparejamientos planares especiales de dos moléculas de clorofila que vienen a conformar una única unidad funcional, denominada “Special Pair”, ver Fig 4, la cual se ubica en el Centro de Reacción del aparato fotosintético.
La reducida distancia interplanar permite que se compartan los electrones 𝝿 de los enlaces conjugados de las dos moléculas, lo que modifica sensiblemente la respuesta exitatoria al punto de poderse liberar un electrón a partir de frecuencias exitatorias tan bajas como la banda Q , o incluso, en algunas bacterias del fondo oceánico, en bandas correspondientes al IR cercano.
Fig 4. CHla. Par especial.
Gracias a este “Concierto para dos violines”, la luz se hace materia.
La mejor analogía que encuentro para este maravillos fenómeno lo resumo en la siguiente imagen de Miguel Angel, con la cual concluyo el presente blog.
El universo de las partículas subatómicas es un universo discreto, cuántico; es un universo de probabilidades, de incertidumbres, un universo de leyes que definitivamente no encajan en nuestra ilusión de un universo mecanicista, determinístico y continuo.
Esta nueva realidad incomodó a físicos de la talla de Albert Einstein. Es famosa su frase: “Dios no juega a los dados”, críticando la interpretación probabilística de la mecánica cuántica, especialmente al enfoque de la Escuela de Copenhague, representada por físicos de la talla de Niels Bohr y Werner Heisenberg. Pero también es famosa la respuesta de Bohr: “Einstein, deje de decirle a Dios lo que debe hacer”.
El velo que cubría la nueva física lo levantó accidentalmente Max Planck en 1900, durante su investigación de la radiación que emitía un cuerpo negro al calentarse, un fenómeno que no podía explicarse con la física clásica.
Durante su investigación, y para lograr que su modelo coincidiera con los resultados experimentales, partió de una premisa revolucionaria para la época: La energía no se intercambia de forma continua, la energía viene en “cuantos” o paquetes discretos, la energía de un oscilador atómico está cuantizada, y es proporcional a su frecuencia:
E=h⋅f
En esta ecuación h corresponde a una nueva constante, la “Constante de Planck.
El descubrimiento de dicha constante y la aplicación de los principios que llevaron a su determinación abrió una caja de pandora para la ciencia. En 1905 Albert Einstein pudo explicar el efecto fotoeléctrico a partir de dichas premisas, en 1925 le permitió a Erwin Schrödinger formular su famosa función de onda Ψ , y en 1926 condujo a que Max Born propusiera que |Ψ|² no representaba una densidad de energía (como pensaba Schrödinger), sino la “densidad de probabilidad” de encontrar una partícula en un punto en un momento determinado.
Entender los fundamentos de la mecánica cuántica ha sido de vital importancia para poder describir adecuadamente los procesos que operan al interior de la maquinaria fotosintética. Abordar esta nueva física es entonces un “debe” para quien desee profundizar realmente en el tema.
El desarrollo matemático que encabeza este blog es una invitación a abordar esta nueva física. M intención al escribir este blog es presentar de una manera sencilla el desarrollo de la función, resaltando en colores los aportes que para llegar a la misma tuvieron la relatividad especial, la mecánica cuántica y la física clasica.
Orlando Rodríguez
3 de julio , 2025
LECTURA ABSOLUTAMENTE RECOMENDADA:
David Derbes. A Student´s Guide to the Schrödinger Equation
Andeantrees 